Bakteriengemeinschaftsstruktur eines elektrogenen Biofilms, der auf einer modifizierten Graphitanode in einer mikrobiellen Brennstoffzelle entwickelt wurde

Wissenschaftliche Berichte Band 13, Artikelnummer: 1255 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Die Bildung eines elektrogenen mikrobiellen Biofilms auf der Elektrode ist entscheidend für die Gewinnung elektrischer Energie aus Abwasser in mikrobiellen Biobrennstoffzellen (MFCs). Obwohl die Kenntnis der Strukturen der Bakteriengemeinschaft im Biofilm für das rationale Design von MFC-Elektroden von entscheidender Bedeutung ist, steht eine eingehende Studie zu diesem Thema noch aus. Hier versuchen wir, dieses Problem anzugehen, indem wir einen elektrogenen Biofilm auf modifizierten Graphitanoden erzeugen, die in einem Luft-Kathoden-MFC montiert sind. Die Modifikation wurde getrennt mit reduziertem Graphenoxid (rGO), Polyanilin (PANI) und Kohlenstoffnanoröhren (CNTs) durchgeführt. Um das Wachstum des Biofilms zu beschleunigen, wurde bei der Herstellung der Anoden Sojabohnen-Kartoffel-Kompositpulver (Pflanzenpulver) mit diesen leitfähigen Materialien vermischt. Der mit PANI-basierter Anode hergestellte MFC lieferte eine Stromdichte von 324,2 mA cm−2, gefolgt von CNTs (248,75 mA cm−2), rGO (193 mA cm−2) und Blank (ohne Beschichtung) (151 mA cm−). 2) Graphitelektroden. Ebenso unterstützte die PANI-basierte Anode ein robustes Biofilmwachstum mit maximaler Bakterienzelldichte mit unterschiedlichen Formen und Größen der Zellen und einer breiten Stoffwechselfunktionalität. Die Alpha-Diversität des Biofilms, der sich über der mit PANI beschichteten Anode entwickelte, war die höchste operative taxonomische Einheit (2058 OUT) und der Shannon-Index (7,56), wie aus der Hochdurchsatz-16S-rRNA-Sequenzanalyse hervorgeht. Darüber hinaus waren innerhalb dieser taxonomischen Einheiten die exoelektrogenen Phyla, bestehend aus Proteobakterien, Firmicutes und Bacteroidetes, mit ihren entsprechenden Werten (%) von 45,5, 36,2 und 9,8 am höchsten. Die relative Häufigkeit von Gammaproteobakterien, Clostridien und Bazillen auf Klassenebene, während Pseudomonas, Clostridium, Enterococcus und Bifidobacterium auf Gattungsebene in der PANI-basierten Anode vergleichsweise höher waren.

Die für die Abwasserbewirtschaftung verwendeten biobasierten Verfahren sind mit geringeren Betriebskosten und einfacheren Vorgängen verbunden als ihre chemischen und physikalischen Gegenstücke1. Es werden Anstrengungen unternommen, die Effizienz zu verbessern und Mehrwertvorteile mit den biobasierten Behandlungsprozessen zu verbinden, um ihr volles Potenzial für reale Anwendungen auszuschöpfen2. Die Umwandlung organischer Verbindungen im Abwasser in wertvolle Derivate mithilfe bioelektrochemischer Systeme (BES) erfreut sich aufgrund ihrer Aussicht auf verschiedene Umsetzungen immer größerer Beliebtheit3. Mikrobielle Brennstoffzellen (MFC) sind eine attraktive Ergänzung zu diesem biotechnologischen Unterfangen, da sie das Potenzial haben, die in Abwasserkörpern vorhandenen biologisch abbaubaren organischen Verbindungen mithilfe elektroaktiver Mikroben abzubauen und gleichzeitig durch bioelektrochemische Transformationsstrategien bioelektrische Energie zu erzeugen4. Der Kern dieses Umwandlungsprozesses sind die natürlichen Mikrobenpopulationen in der Abwasserumgebung, die die MFC-Elektroden als Biofilm besiedeln und den Umwandlungsprozess durch ihre biokatalytischen Aktivitäten einleiten5,6. Dieser bioelektrokatalytische Umwandlungsprozess der im Abwasser vorhandenen komplexen organischen Substanzen durch den natürlich entstandenen bakteriellen Biofilm ist jedoch langwierig und nicht kompetent genug, um die Abfallansammlungsdynamik unter offenen Umweltbedingungen zu bewältigen. Ein kritischer Punkt, der diese Herausforderung hervorruft, ist die träge Bildung des elektrogenen Biofilms über der anodischen Oberfläche. Daher ist die Induktion mikrobieller Biofilmelektrophorese auf der Elektrodenoberfläche ein wichtiges Forschungsgebiet in der MFC-basierten Bioprozesstechnologie7.

Es gibt eine Vielzahl wissenschaftlicher Berichte über die Entwicklung eines elektrogenen mikrobiellen Biofilms auf Elektrodenoberflächen zur Energiegewinnung in MFC8,9. Elektrogene sind elektrochemisch aktive Mikroben, am häufigsten Bakterien, die in einem MFC-Aufbau elektrische Energie erzeugen, indem sie organische Verbindungen abbauen und die erzeugten Elektronen an eine Elektrode übertragen10,11. Die Biofilmbildung dieser Elektrogene auf der Oberfläche der Elektrode (hauptsächlich Anode) ist eine Voraussetzung für die Gewinnung ausreichender Stoffwechselelektronen aus der Oxidation organischer Verbindungen im Abwasser zur Erzeugung der gewünschten Energie in MFCs12,13. Es wurden verschiedene Strategien untersucht, um bakteriellen Biofilm zu erzeugen und die elektrische Leistung in MFC zu verbessern, wie z. B. das Screening von Elektroden und Beschichtungsmaterialien über Elektroden14,15, die chemische Kopplung von Biofilm mit der Basiselektrode16, Nanofabrikationen17 und das Screening von Umweltabfällen zur Herstellung von Elektroden18. Unter den Elektrodenmaterialien erweisen sich Materialien auf Kohlenstoffbasis als vielversprechende Elektroden zur Verbesserung der elektrochemischen Leistung des Biofilms19,20.

Darüber hinaus wurden einige Untersuchungen zu Elektrodenmaterialien auf Verbundbasis dokumentiert, darunter Graphit/Metall, Kohlenstoffgewebe/Metall, Kohlenstoffnanoröhren/Metall und viele andere Polymerverbundstoffe21,22. Die meisten dieser Studien untersuchten den Einfluss von Anodenmaterialien auf die elektrische Leistung des MFC. Im Allgemeinen haben diese Bemühungen zu schrittweisen Fortschritten in diesem Bereich beigetragen. Für das rationale Design von BFCs für praktische Anwendungen ist jedoch ein umfassendes Verständnis der Bakteriengemeinschaft des Biofilms unerlässlich23.

Das Hauptziel dieser Untersuchung besteht darin, die bakterielle Gemeinschaftsstruktur des elektrogenen Biofilms zu untersuchen, der sich auf der anodischen Oberfläche eines lokal konzipierten MFC-Systems entwickelt, das mit Belebtschlamm als Brennstoffquelle und Bakterien gespeist wird. Unter Verwendung des Graphitmaterials, das im Allgemeinen als Primärelektrode verwendet wird, wurde die Bildung eines elektrogenen Biofilms über den Anodenoberflächen nach der Elektrodenmodifikation mit verschiedenen verwendeten leitfähigen Verbundwerkstoffen untersucht, um die besten Trägermaterialien für die Biofilmentwicklung zu ermitteln. Wir widmeten die Pflanzenmischung mit hohem Kohlenhydrat- und Proteingehalt als Beschichtungskomposit und dienten der sofortigen Induktion eines bakteriellen Biofilms über der modifizierten Graphitanode. Mikrobielle Gemeinschaftsstrukturen auf Stamm-, Klassen- und Artenebene im Biofilm wurden mithilfe einer Hochdurchsatz-16S-rRNA-Gensequenzierungsanalyse analysiert. Eine detaillierte Beschreibung der Ergebnisse zu den Bakteriengemeinschaftsprofilen von oberflächenmodifizierten Graphitanoden und der damit verbundenen elektrischen Leistung von MFCs finden Sie in diesem Artikel.

Polyanilin (PANI), Kohlenstoffnanoröhren (CNTs), reduziertes Graphenoxidpulver (rGO) und Protonenaustauschmembran (PEM: Nafion 117) wurden von Sigma-Aldrich bezogen. Das Agarmedium Luria Bertani (LB) wurde von Himedia Labs (Indien) bezogen. Kartoffelpulver mit 15–20 % Kohlenhydraten wurde hergestellt, indem die gereinigte Kartoffel in einem Mixer zerkleinert und dann die feine Paste in eine Petrischale aus Glas extrahiert wurde. Anschließend wurde die Paste über Nacht in einem Heißluftofen bei 60 ± 5 °C kalziniert und das resultierende feine Pulver auf Raumtemperatur abgekühlt. Sojabohnenpulver mit 36–58 % Protein wurde aus rohen, getrockneten Sojabohnen hergestellt, die auf dem lokalen Markt gekauft wurden. Getrocknete Sojabohnen wurden mit einem Mixer sorgfältig zu feinstem Pulver zerkleinert. Schließlich wurden die Kartoffel- und Sojabohnenpulver im Verhältnis 1:1 gemischt, um ein homogenes Kartoffel-Sojabohnen-(Pflanzen-)Pulver zu erzeugen, und dann zur weiteren Verwendung bei 4 °C gelagert. Während des gesamten Experiments wurde entionisiertes Wasser (18,2 MΩ cm) von Millipore Co. verwendet. Die Untersuchung der Sammlung von Pflanzen/Pflanzenmaterial erfolgt in Übereinstimmung mit relevanten institutionellen, nationalen und internationalen Richtlinien und Gesetzen. Alle verwendeten Reagenzien waren von analytischer Qualität und wurden ohne weitere Reinigung wie erhalten verwendet.

Als leitfähige anodische Elektroden wurden Graphitplatten mit den Abmessungen 2,0 cm × 2,0 cm × 0,3 cm verwendet. Drei verschiedene Anoden wurden durch Beschichten der Graphitelektroden mit den Verbundmaterialien wie folgt hergestellt: S1: Kontrolle (keine Beschichtung); S2: zusammengesetzte Suspension aus Pflanzenpulver und rGO (Sojabohnen: Kartoffel: rGO im Verhältnis 1:1:0,5 w/w); S3: zusammengesetzte Suspension aus Pflanzenpulver und PANI (Sojabohnen: Kartoffel: PANI im Verhältnis 1:1:0,5 w/w); S4: Verbundsuspension aus Pflanzenpulver und CNTs (Sojabohnen: Kartoffeln: CNTs im Verhältnis 1:1:0,5 w/w). Nicht platinierte Gasdiffusionselektroden wurden als Luftkathoden eingesetzt und bei VITO (Belgien) hergestellt, wie zuvor erläutert24. Die Elektroden wurden in einem MFC-Aufbau in einer im nächsten Abschnitt beschriebenen Konfiguration zusammengebaut. Vor dem MFC-Betrieb wurden die vorbereiteten Anodenelektroden in ein Falcon-Röhrchen mit 50 ml Haushaltsschlamm aus der Kläranlage IIT Guwahati, Assam, Indien, gegeben. Die Röhrchen wurden 30 Tage lang in einem Inkubator bei 35 °C ± 2 °C aufbewahrt, um das Biofilmwachstum auf der Anode zu induzieren.

Es wurde ein Einkammer-Luft-Kathoden-MFC mit einem Gesamtarbeitsvolumen von 50 ml konstruiert (Abb. 1). Der Anolyt in der Anodenkammer wurde durch Verdünnen des Belebtschlamms mit einer Phosphatpufferlösung mit einem pH-Wert von 7,61 im Verhältnis 4:1 hergestellt.

Konfiguration des gefertigten MFC-Systems mit einer Kammer. Die rechteckige Kammer bestand aus Polyacryl-Kunststoff mit einem Gesamtflüssigkeitsvolumen von 50 ml. Die Abmessung (Länge × Breite × Höhe) der Anodenkammer betrug 80 × 80 × 30 mm.

Der MFC wurde mit 50 ml Belebtschlamm, verdünnt mit PBS, in einem bestimmten Verhältnis von Schlamm:PBS (4:1) in der Anodenkammer betrieben, ohne dass eine zusätzliche Kohlenstoff- und Brennstoffquelle verwendet wurde. Die anfängliche Protokollzahl der Bakterienzelldichten betrug 107 KBE/ml. Die hergestellten Anoden wurden, wie oben erwähnt, in die Anodenkammer eingetaucht. Der anoxische Zustand in der Anodenkammer wurde durch 10-minütiges Spülen von Argongas nach der Beimpfung des Anolyten vor dem Betrieb des MFC eingeleitet. Nach der Stabilisierung des Leerlaufpotentials (OCP) wurde eine externe Last (1 kΩ) über einen Kupferdraht angeschlossen, um den Strom vom MFC zu beziehen. Die MFCs wurden 45 Tage lang im Batch-Modus bei 25 °C betrieben. Der von MFCs erzeugte Strom wurde alle 10 Minuten von einem Datenerfassungssystem (Agilent 34972 A LXI, USA)25 aufgezeichnet.

Die über den Anodenoberflächen entwickelten Biofilmzellpopulationen wurden in regelmäßigen Abständen von zwei Tagen durch Zählen der lebensfähigen Biofilmzellen mithilfe der Agarplattierungstechnik überwacht. Der auf der Oberfläche der anodischen Elektrode gebildete Biofilm wurde dreimal mit Salzwasser gewaschen und dann mit einem sterilen Tupfer26 von den Zellen auf der Oberfläche abgelöst. Die gesammelten Swaps wurden in ein 10-ml-Reagenzglas aus Salzwasserglas gegeben. Die Röhrchen wurden dann 10 Minuten lang mit einem Vortex gerührt, um die Biofilmzellen der Swaps abzulösen. Der Zelllebensfähigkeitstest wurde durchgeführt, indem ein ml der abgelösten Biofilm-Zellsuspension bei 35 °C in sterile Agarschalen mit 10–15 ml LB-Agar überführt wurde. Anschließend wurden die Platten über Nacht in einen Inkubator bei 35 °C gestellt, um die Bakterienkolonien auf der Agaroberfläche wachsen zu lassen27.

Morphologische Aspekte des über Anoden entwickelten Biofilms wurden mit FESEM (Hersteller: Zeiss, Modell: Sigma) mit 3 keV EHT, 50 mm Apertur untersucht. Vor der Bildgebung wurden die mit Biofilm beschichteten Elektroden für eine 4-stündige Retentionszeit mit 2,5 %iger Glutaraldehydlösung fixiert und mit niedrigionischem 20 mM Kaliumphosphatpuffer, pH: 7,3 (PBS), gewaschen. Anschließend wurden die Elektroden unter Verwendung einer Reihe von 10–100 % Gradientenalkohol für 30 Minuten für jede Stufe unter sehr sanftem periodischem Rühren dehydriert und dann gründlich getrocknet28. Die getrockneten Proben wurden vakuumgetrocknet, auf Stubs montiert, mit Gold besputtert und dann Bilder aufgenommen29.

Am Ende des Versuchsprozesses (45 Tage) wurden die Anodenelektroden aus den MFC-Reaktoren entnommen und dann sorgfältig unter fließendem Wasser gewaschen, um anhaftende Rückstände zu entfernen. Mit einem sterilen Skalpell wurde der mikrobielle Biofilm, der sich über der Anodenelektrode gebildet hatte, abgekratzt. Der abgekratzte anodische Biofilm wurde in ein steriles 50-ml-Röhrchen mit 10 ml 50 mM PBS gegeben. Die endgültigen Biofilmproben wurden der DNA-Extraktion zugewiesen.

Die gesamte genomische DNA der gesammelten Biofilmproben wurde unter Verwendung eines PowerSoil-DNA-Isolierungskits (MoBio Laboratories Inc., USA) gemäß dem Protokoll des Herstellers extrahiert. Die Intensität und Reinheit der isolierten DNA-Extrakte wurden durch Messung der Absorption bei λ260 nm und λ280 nm mit dem NanoDrop 8000-Spektrophotometer untersucht. Die isolierte DNA aller Biofilmproben wurde vor den nachgeschalteten Analysen bei –80 °C gehalten30.

Die hypervariablen Regionen V3–V4 des bakteriellen 16S-rRNA-Gens wurden mithilfe eines Thermocycler-PCR-Systems mit einem Paar universeller bakterieller Primer amplifiziert, die wie folgt lauteten: 16SrRNAF: (5′-GCCTACGGGNGGCWGCAG-3′) und 16SrRNAR: (5 ′-ACTACHVGGGTATCTAATCC-3′). Die PCR-Amplifikation wurde unter Verwendung des folgenden Thermozyklusprogramms durchgeführt: 3 Minuten anfängliche Denaturierung bei 95 °C, 30 Sekunden für das Annealing bei 55 °C und 45 Sekunden für die Verlängerung bei 72 °C mit einer abschließenden Verlängerung von 10 Minuten. Das resultierende PCR-Produkt wurde durch Zugabe von 3 µl PCR-Produkt in die 1,2 %ige Agarosegelelektrophorese für etwa 60 Minuten oder bis die Proben 3/4 des Gels erreichten, aufgelöst31.

NGS wurde mithilfe der MiSeq Illumina-Sequenzierungstechnologie durchgeführt und konzentrierte sich auf die hypervariablen Regionen V3–V4 des 16S-rRNA-Gens, um die mikrobielle Populationsdynamik im anodischen Biofilm zu untersuchen. Die Amplikonbibliothek wurde mit dem Nextera XT Index Kit (Illumina Inc.) gemäß dem Protokoll zur Vorbereitung der 16S Metagenomic Sequencing Library (Teilenummer 15044223 Rev. B)8 vorbereitet. Primer zur Verstärkung der spezifischen Region wurden im Eurofins Genomics Lab, Indien, entworfen und synthetisiert. Die Amplikons, die die Qualitätskontrolle mit dem Illumina-Adapter bestanden haben, wurden mithilfe von i5- und i7-Primern amplifiziert, die Multiplexing-Indexsequenzen und Standardadapter hinzufügen, die für die Clustergenerierung (P5 und P7) gemäß dem Illumina-Standardprotokoll erforderlich sind. Die Illumina-Überhangadaptersequenzen waren wie folgt: Vorwärtsüberhang: 5‘ (CGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAG) und Rückwärtsüberhang: 5‘ (GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAG). Die Amplikonbibliotheken wurden mit AMPure XP-Kügelchen gereinigt und mit dem Qubit Fluorometer quantifiziert. Die amplifizierten Bibliotheken wurden auf dem 4200 Tape Station-System (Agilent Technologies) unter Verwendung von D1000 Screen-Band gemäß den Anweisungen des Herstellers analysiert. Äquimolare Mengen aller Proben wurden in einem Röhrchen gepoolt32. Die Sequenzierung des Amplikonbibliothekspools wurde auf der Illumina MiSeq-Plattform (Eurofins Genomics India Pvt. Ltd.) durchgeführt.

FASTQC hat die Paired-End-Lesedaten bereinigt. Mit Trimmomatic v0.38 wurden saubere Lesevorgänge hoher Qualität erhalten, nachdem Adaptersequenzen, mehrdeutige Lesevorgänge (Lesevorgänge mit unbekannten Nukleotiden „N“ größer als 5 %) und Sequenzen geringer Qualität (Lesevorgänge mit einem Qualitätsschwellenwert (QV) von mehr als 10 %) entfernt wurden. < 20 Phred-Score) zusammen mit einem Schiebefenster von 10 bp und einer Mindestlänge von 100 bp. Die Single-End-Lesevorgänge wurden mit dem Softwaretool FLASH (v1.2.11) zusammengeführt. Die hochwertigen Paired-End-Reads wurden mit dem Bioinformatik-Workflow Quantitative Insights Into Microbial Ecology (QIIME) Softwareversion 1.8.033 analysiert. Die operativen taxonomischen Einheiten (OTUs) wurden basierend auf der Sequenzähnlichkeit innerhalb der Lesevorgänge ausgewählt. Die Taxonomie wurde anhand der Greengenes-Datenbank (Version 13_8) zugewiesen. Die Uclust-Methode mit der Greengenes-Referenzdatenbank (Version 13.8) wurde zum Clustering der hochwertigen sauberen Lesevorgänge in OTUs mit Sequenzähnlichkeit ≥ 97 %34 angewendet. Die Alpha- und Beta-Diversitätsmetriken für jede Stichprobe wurden berechnet. Um die Ausgabedaten anzuzeigen und die Unterschiede zwischen den Proben grafisch darzustellen, wurde ein Hauptkoordinatendiagramm (PCo) erstellt. Die ungewichtete Paargruppenmethode unter Verwendung von UPGMA wurde verwendet, um den phylogenetischen Baum unter Verwendung von MEGA-X zu erstellen, und der Baum wurde unter Verwendung von ITOL v.535 visualisiert. Die vorhergesagten ökologischen und metabolischen Funktionen der mikrobiellen Gemeinschaften wurden anhand der Taxonomie mithilfe des vielseitigen Python-Skripts (collapse_table.py) unter Verwendung der FAPROTAX-Datenbank36 kartiert. Alle statistischen Studien und Visualisierungen wurden mit R Version 3.6037 durchgeführt.

Die statistischen Analysen der Daten wurden mit GraphPad Prism Version 5.0 (USA) durchgeführt. Die erfassten Werte wurden als Mittelwert ± Standardabweichung (STDEV) ausgedrückt. Eine Zwei-Wege-Varianzanalyse (ANOVA) wurde durchgeführt, um die Signifikanz zwischen der Anzahl der Biofilmzellen und dem Alter des Biofilms (Tage) zu definieren. Unterschiede zwischen Werten wurden bei einem p-Wert < 0,05 als statistisch signifikant angenommen. Alle experimentellen Vorgänge wurden in dreifacher Ausfertigung unabhängig voneinander durchgeführt.

Dieser Artikel enthält keine von einem der Autoren durchgeführten Studien mit menschlichen Teilnehmern oder Tieren.

Einige physikalisch-chemische Eigenschaften des Belebtschlamms, der als Brennstoff und mikrobielle Quelle für die vorliegende Untersuchung verwendet wurde, waren wie folgt: pH 7,12, CSB 2015 mg O2 L−1, elektrische Leitfähigkeit 4492 µS cm−1, insgesamt gelöste Feststoffe 2247 mg L−1, organisch Gehalt 65 % und anorganischer Gehalt 35 %. Um den Biofilm in kurzer Zeit zu erzeugen, wurden zwei natürliche Biomaterialien, nämlich Kartoffelpulver und Sojabohnenpulver, untersucht, da diese Materialien bekanntermaßen einen hohen Gehalt an Kohlenhydraten (15–20 %) und Proteinen (36–58 %) anreichern. bzw. die richtigen Nährstoffe für ein schnelles Bakterienwachstum sind. Zur Untersuchung der Stromerzeugung in den vier MFC-Systemen wurde der Batch-Zyklus-Betrieb bei einem Außenwiderstand von 1 K eingesetzt. Nach 42 Tagen mikrobieller Kultivierung stellten die vier MFCs einen wiederholbaren Zyklus von Stromdichte und Leistungsdichte her (Abb. 2a, b), der zeigte, dass die Bildung von Biofilmen und die Bakterienanhaftung an den Anodenelektroden einen stabilen Zustand erreicht hatten. Die elektrischen Leistungen der MFCs mit den im Biofilm gewachsenen Anoden (S1, S2, S3 und S4) in Bezug auf die Stromdichte (mA cm-2) und die Leistungsdichte (mW cm-2) Produktion in Belebtschlammwasser wurden untersucht. Die maximale Stromabgabe (mA cm-2) mit den Anoden S1, S2, S3 und S4 wurde in sieben Tagen erreicht und betrug 151, 193, 324,2 bzw. 248,75. Die Reihenfolge der aktuellen Produktion war MFC-S3 > MFC-S4 > MFC-S2 > MFC-S1. Die höchste Stromdichte von 324,25 mA cm-2 wurde im MFC-S3 erreicht, was etwa doppelt so hoch war wie der im MFC-S1 erzeugte Strom (151,2 mA cm-2) (Abb. 2a). Darüber hinaus zeigten die in Abb. 2b dargestellten Ergebnisse, dass die maximale Leistungsdichte vom MFC-S3-System mit einem Wert von 256,4 mW cm-2 erzeugt wurde, gefolgt von 230,8, 148 bzw. 91,5 mW cm-2 für MFC -S4-, MFC-S2- und MFC-S1-Systeme.

(a) Stromdichte, (b) Leistungsdichteausgaben als Funktion der Zeit (Tage) mit 1 K Ω als externem Widerstand in den MFCs, die mit unterschiedlichen Anoden aufgebaut sind (MFC-S1, MFC-S2, MFC-S3 und MFC). -S4) Verwendung von Belebtschlamm als Brennstoff, (c) Quantitative Analyse der Wachstumsrate von Biofilmzellen über verschiedene Elektroden. Jeder Datenpunkt ist der Mittelwert von n = 3 bei P-Wert = 0,0001. Die Zelldichten werden pro Elektrodenoberfläche (cm2) berechnet.

Die in Abb. 2c dargestellten Ergebnisse zeigten das Biofilmwachstum auf vier verschiedenen Anoden (S1-S4). Wie aus der Abbildung hervorgeht, nahm die Menge an Biofilmzellen im Laufe der Zeit in allen Elektroden zu, wobei die mikrobielle Dichte nach 26 Tagen Inkubation ihr Maximum erreichte. Die Ansammlung von Biofilmen war in S3 viel signifikanter, gefolgt von S4, S2 und S1, wo im Vergleich zur unmodifizierten Anode eine enorme Anzahl von Biofilmzellen über der modifizierten Anode hing. Die am 26. Tag der Inkubation in S1, S2, S3 und S4 festgestellten Populationen von Biofilmzellen betrugen 6,65 ± 0,24, 7,4 ± 0,31, 8,75 ± 0,18 bzw. 8,19 ± 0,29 log KBE/cm2. Wir schlagen vor, dass die oben erwähnte physikalisch-chemische Eigenschaft von PANI im vorliegenden Fall ein besserer Parameter ist, der die Leitfähigkeitseigenschaften dieser auf Graphen basierenden Materialien übertrifft, um ein höheres elektrogenes Verhalten des Biofilms und die damit verbundene Stromerzeugung im MFC zu induzieren. Die bevorzugte Kultivierung elektrogener Bakterien, die die elektrogene Aktivität und den Elektronentransport zu einer Betonanode erleichtern können, wird durch einen anodischen Biofilm erreicht, der sich daran gewöhnt hat und in geschlossenen Kreislaufumgebungen betrieben wird8.

FESEM-Mikrofotografien des Biofilms, der sich am Ende des Betriebszeitraums über den Anodenoberflächen entwickelt hat, sind in Abb. 3 dargestellt. Die Ergebnisse zeigten, dass der auf den Elektroden gebildete Biofilm deutlich in die beschichteten Matrizen mit unterschiedlichen Texturen und Zellpopulationsdichten eingewickelt war. Beim MFC-S3-System war die gesamte mit PANI und Pflanzenpulvern beschichtete Anodenoberfläche mit einem hochdichten und dicken Biofilm bedeckt. Darüber hinaus hatte der im MFC-S3-System gebildete Biofilm ein vielfältiges morphologisches Aussehen, da er verschiedene Formen von Bakterienzellen enthielt und Stäbchen- und Rundformen umfasste (Abb. 3c). Bei den übrigen modifizierten Elektroden (S2 und S4) war die Gesamtzelldichte deutlich geringer als bei S3, obwohl Bakterienzellen unterschiedlicher Form und Größe sichtbar waren (Abb. 3a – d). Die Ergebnisse zeigten, dass die Aggregation bei MFC-S3 signifikanter war als bei den anderen beschichteten und unbeschichteten Anoden. Der auf der unbeschichteten Graphitanode (S1) gebildete Biofilm war hinsichtlich Dicke und Heterogenität viel geringer als die anderen Elektroden (Abb. 3a – d). Elektroaktive Mikroorganismen, die in der komplexen Matrix des Elektrodenbiofilms vorkommen, verhalten sich in MFCs wie biologische Elektrokatalysatoren und erzeugen Strom, wie in Abb. 3 dargestellt. Solche dicht verdichteten Biofilmzellen können durch den Abbau der organischen Substanzen leicht viele Elektronen produzieren, was zu einem erheblichen Energieverlust führt Biokonversionseffizienz der in der Anolytlösung gespeicherten chemischen Energie. Noch wichtiger ist, dass die positive Ladung auf den beschichteten leitfähigen Materialien die elektrokatalytische Aktivität mit den negativ geladenen Biofilmzellen förderte, die die schnelle Anhaftung und Kolonisierung der elektrogenen Bakterien aus dem Anolyten (Abwasser) über der Anodenoberfläche unterstützt.

FESEM-Mikrofotografiebilder der Morphologie des anodischen Biofilms, aufgenommen nach 45 Tagen Betrieb von (a) MFC-S1, (b) MFC-S2, (c) MFC-S3 und (d) MFC-S4.

Die mikrobielle Gemeinschaftsanalyse des elektrogenen Biofilms wurde mittels metagenomischer Analyse mittels Hochdurchsatzsequenzierung des 16S-rRNA-Gens durchgeführt, um die Häufigkeit und Vielfalt des elektrogenen bakteriellen Biofilms zu untersuchen. Für die Quantifizierung der Zellen im Biofilm wurde die Plat-Count-Methode in Betracht gezogen30. Das mikrobielle Gemeinschaftsprofil im elektroaktiven Biofilm, der sich am Ende des MFC-Betriebs an den hergestellten Anoden bildete, wurde wie in den folgenden Abschnitten beschrieben untersucht.

Aus der Sequenzanalyse der 16S-rRNA-Gene wurden die aus den S1- bis S4-Proben generierten Lesevorgänge aufgezeichnet, wie in Abb. 4a dargestellt. Die beobachteten OTUs wurden bei 97 % Nukleotid identifiziert. Die beobachteten OTUs-, Ace- und Chao1-Schätzer zeigten, dass der Anodenbiofilm von S1-Reaktoren die geringste Mikrobenhäufigkeit aufwies, während S3-Reaktoren die höchste mikrobielle Häufigkeit aufwiesen. Die Simpson-Diversität stieg von 0,855 im S1-Reaktor auf 0,982 im S3-Reaktor. Die taxonomische Häufigkeit der OTU-Werte in S1 vs. S2 vs. S3 vs. S4 betrug 273, 572, 2085 und 1334. Ebenso waren die Diversitätsindizes von Shannon und Simpson auch für S3-Biofilm am höchsten. Im Allgemeinen waren die mikrobiellen Diversitätsindizes im S3-Biofilm im Vergleich zu den anderen Elektroden am höchsten, was darauf hindeutet, dass der Beschichtungsverbund aus Pflanzenmischung und PANI die Bildung einer mikrobiellen Gemeinschaftsstruktur auf der Elektrode begünstigt. Die Alpha-Diversitätsindizes zeigten, dass die Diversität aller anodischen Gemeinschaften auf unterschiedlichen Ebenen liegt. Die Bakteriengemeinschaften in den S1- und S2-Reaktoren waren geringer als die des anodischen Biofilms des S3-Reaktors.

(a) Beobachtete OTUs, Chao und Shannon eines anodischen Biofilms, der sich über verschiedenen Anodenoberflächen entwickelte. (b) Verdünnungskurven des anodischen Biofilms, der sich über anderen hergestellten Anoden gebildet hat (S1–S4). (c) Das PCo-Diagramm zeigt die Beziehung zwischen den Biofilmgemeinschaften. (d) Venn-Diagramm der gemeinsamen und eindeutig identifizierten OTU eines elektroaktiven Biofilms, der mit verschiedenen Energiesubstraten angereichert ist. Die OTUs wurden in Abständen von 0,03 definiert.

Die Steigungen der Verdünnungskurvenanalyse der anodischen Biofilmproben ergaben, dass sich die Zusammensetzung der Mikrobengemeinschaft in S3-Reaktoren stark von der im S1-Reaktor unterscheidet und der Grad der Diversität in der Reihenfolge S3 > S4 > S2 > S1 zunimmt (Abb. 4b). Obwohl alle Reaktoren mit dem gleichen Inokulum von Belebtschlamm betrieben wurden, unterschieden sich die mikrobiellen Gemeinschaften der Elektroden (S2-S4) deutlich von denen der unmodifizierten Anode (S1), wie aus der Hauptkoordinatenanalyse (PCoA) am hervorgeht Gattungsebene (Abb. 4c). Die Beta-Diversitätsanalyse anhand des PCo-Diagramms, das Informationen über den Unterschied in der Struktur der mikrobiellen Gemeinschaft (der Taxonomie der Arten) zwischen den Biofilmproben in Lebensräumen liefert, zeigt, dass die Gemeinschaftsstruktur des anodischen Biofilms in S3 der von S4 am nächsten kam. Das Szenario ließe sich am besten durch das Venn-Diagramm darstellen, das zur Berechnung der Anzahl identischer und einzigartiger OTUs in den vier separaten Biofilmen S1–S4 angewendet wurde und den Grad der Ähnlichkeit und Überlappung in der OTU-Zusammensetzung der Proben veranschaulichte (Abb. 4d). Aus den Daten geht hervor, dass S3 mit 678 OTUs die meisten OTUs hatte, gefolgt von S4 mit 382, ​​S2 mit 101 und S1 mit 29 OTUs. Es ist erwähnenswert, dass die PANI-modifizierten Anoden (S3) einen spürbaren Einfluss auf die Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft hatten, indem sie die Anzahl der OTUs in den Gemeinschaften erhöhten und einzigartige OTUs förderten.

Die Hauptstämme in vier anodischen Biofilmproben waren Proteobacteria (38,90 %–43,21 %), Firmicutes (32,76 %–37,12 %), Bacteroidetes (7,56 %–9,82 %), Euryarchaeota (3,85 %–7,59 %) und Actinobacteria (1,56 %). –3,99 %) und die Bereiche ihrer relativen Häufigkeit im Biofilm sind in Klammern angegeben (Abb. 5a und Tabelle 1).

Die relative Häufigkeit der mikrobiellen Gemeinschaft im anodischen Biofilm entwickelte sich über verschiedene Anodenelektroden (S1–S4) auf der Ebene des Stammes (a), der Klasse (b) und der Gattung (c).

Auf Klassenebene waren die signifikanten Klassen in allen Biofilmproben Gammaproteobakterien (26–42 %), Bazillen (18–23), Clostridien (3–31,2 %), Bacteroides (2–12,6) und Alphaproteobakterien (2–9,6 %). und Betaproteobakterien (0,03–4,1 %). Im S3-Biofilm betrug die relative Häufigkeit (%) von Gammaproteobakterien, Bazillen, Clostridien und Betaproteobakterien 42, 23, 28 bzw. 4 (Abb. 5b), was mehr ist als im S1-Biofilm. Im S3-Biofilm waren die Anteile von Bacteroides und Alphaproteobakterien hingegen weitaus geringer. Die relativen Anteile der Bakterienzusammensetzung auf Gattungsebene sind in Abb. 5c dargestellt. Die zehn häufigsten identifizierten Gattungen waren Enterobacter, Pseudomonas, Lactobacillus, Clostridium, Paenibacillus, Stenotrophomonas, Trabulsiella, Ochrobactrum, Achromobacter und Bacillus. Der Anteil der Enterobacter-Gattung im Biofilm, der mit PANI (S3) von der beschichteten Elektrode gesammelt wurde, stieg von 14,86 % in der unbeschichteten Elektrodenprobe auf 20,92 %.

Die Heatmap der Clusteranalyse wurde durchgeführt, um die Unterschiede in den Strukturen der Bakteriengemeinschaft auf Gattungsebene der anodischen Biofilmproben zu visualisieren. Die in Abb. 6 dargestellten Daten zeigten die Veränderung der Bakteriengattungen innerhalb der mikrobiellen Ansammlungen des Biofilms auf Gattungsebene. Nach dem Betrieb des MFC wurde festgestellt, dass der elektroaktive S3-Biofilm mehr Arten aufwies als der andere anodische Biofilm. Die Ergebnisse lassen darauf schließen, dass in allen untersuchten anodischen Biofilmen eine große Anzahl elektrogener Gattungen beobachtet wurde. In the S3 biofilm of, the highest relative abundances of Enterobacter, Pseudomonas, Lactobacillus, Clostridium, Paenibacillus, Stenotrophomonas, Trabulsiella, Ochrobactrum, Achromobacter, and Bacillus, were 20.92, 18.68, 4.21, 6.61, 4.55, 6.89, 4.19, 0.18, 0.94 bzw. 3,21 %. Im Gegensatz dazu betrugen ihre entsprechenden maximalen relativen Häufigkeiten (%) im S1-Biofilm von S1 14,86, 10,54, 2,19, 1,84, 1,80, 5,23, 5,59, 4,82, 6,16 und 3,36.

Phylogenetisch geclusterte Wärmekarte repräsentativer Gattungen mikrobieller Gemeinschaften des anodischen Biofilms, gesammelt aus S1–S4-Biofilm. Gemäß dem Farbleitfaden oben rechts beschreibt die Farbintensität in jedem Feld die relative Häufigkeit (%) einer Gattung in einer Probe.

Im Anschluss an die Analyse der 16S-rRNA-Sequenzen wurde eine phylogenetische Bewertung der Bakterientaxa im anodischen Biofilm durchgeführt, wie in Abb. 7 dargestellt. Dabei wurde das Vorhandensein vieler mesophiler Bakterienarten festgestellt, von denen die meisten bekannte Elektrogene sind. Wie im phylogenetischen Baum gezeigt, kann darauf hingewiesen werden, dass der anodische mikrobielle Biofilm die mögliche Assoziation einiger elektrogener Bakterien wie Clostridium, Pseudomonas, Enterobacter und Stenothermophilus bei der Biostromproduktion aufzeigte.

Phylogenetische Analyse charakteristischer elektrogener Bakterienarten, die in Luft-Kathoden-MFCs verwendet werden. Mit der Mega-X-Software wurde ein verwurzelter Stammbaum erstellt.

Basierend auf den taxonomischen Informationen ist die Dynamik der am häufigsten vorkommenden Funktionsprofile für mikrobielle Gemeinschaften jedes anodischen Biofilms in Tabelle 2 dargestellt. In allen Fällen sind die mikrobiellen Funktionen im Zusammenhang mit dem Kohlenstoff- und Stickstoffstoffwechsel sichtbar, mit einigen Variationen in der Chemohetererotrophie und aeroben Chemoheterotrophie, Nitrifikation, Stickstoff-/Nitrat-/Nitrit-Atmung und Nitrat-/Nitrat-/Nitrit-Denitrifikation. Im gesamten Biofilm werden auch einige Variationen des Schwefelstoffwechsels und des Nitratstoffwechsels der Bakterien beobachtet. Das Vorhandensein breiterer und intensiverer Profile in S3 im Vergleich zum Biofilm anderer Anoden wurde festgestellt. Einige der Hauptunterschiede in der relativen Häufigkeit der funktionellen Gruppen in S3 von S1, S2 und S4 sind durch das Sternsymbol in Tabelle 2 gekennzeichnet. Unter diesen Unterschieden sind verschiedene Arten von Methanogenesefunktionen, Nitratreduktion und Schwefelatmung hervorzuheben . Der S3-Biofilm bewahrte somit die kritischen Funktionen mikrobieller Populationen, die wahrscheinlich den Abbau organischer Abfälle im Belebtschlammwasser unter anoxischen Bedingungen unterstützen. Diese Variationen und Intensitäten des Funktionsprofils innerhalb der Anoden können mit ihrer im MFC beobachteten bioelektrochemischen Leistung zusammenhängen.

Die überlegene elektrische Leistung des MFC mit S3-Anode wurde auf die kombinierte Wirkung von PANI und biokompatiblem Verbundpflanzenpulver mit der nährenden Natur zurückgeführt, die ein massives Wachstum von elektrogenem Biofilm auf der Graphitoberfläche induziert. Bemerkenswert ist, dass die feindselige Beschaffenheit des blanken Graphitmaterials die bakterielle Besiedlung seiner Oberfläche verhindert38,39. Darüber hinaus trägt PANI im Verbundstoff aufgrund der entgegengesetzten Ladungen dieser interagierenden Einheiten wahrscheinlich dazu bei, die Bakterienarten durch elektrostatische Wechselwirkung aus dem Belebtschlammwasser anzudocken40,41. Die Ergebnisse zeigten, dass die mit dem Pflanzenpulver, das das leitfähige Polymer PANI enthielt, beschichtete Anode (S3) einen höheren elektrischen Strom lieferte als das entsprechende mit Pflanzenpulver beschichtete rGO (Leitfähigkeit von rGO: 3112 S cm−1) und CNTs (Leitfähigkeit von CNTs: 106). bis 107 S cm−1) zum MFC trotz der extrem hohen Leitfähigkeit dieser beiden letzten Arten von Nanomaterialien, wie in Klammern gezeigt14,42.

Die aktuelle Produktion im MFC ging allmählich zurück, nachdem sie nach ca. 10-tägigem Betrieb das Höchstniveau erreicht hatte. Der Hauptgrund für solche Phänomene kann auf die allmähliche Verringerung der Elektrogenität des ausgereiften Biofilms aufgrund der anhaltenden Bildung der darunter liegenden Zelltodschicht und auf Nährstoffeinschränkungen aufgrund des längeren Betriebs im Batch-Modus zurückzuführen sein43. Wir gehen davon aus, dass die meisten dieser Bakterien über elektrogene Eigenschaften verfügen, da das Wachstum dieser Biofilme elektrische Energie in den aufgebauten MFC einbringt. Insbesondere sind elektroaktive Mikroorganismen (EAMs) der Kern der MFCs, die auf der Elektrodenoberfläche wirken und durch bioelektrokatalytische Prozesse chemische Energie in elektrische Energie umwandeln44. Die bevorzugte Ansammlung elektrogener Bakterienarten, die auch das elektrogene Verhalten und die Übertragung von Elektronen auf eine starre Anode regulieren könnten, wird von anodischen Biofilmgemeinschaften kultiviert, die sich daran gewöhnt haben und in geschlossenen Kreislaufumgebungen verwaltet werden45.

Mithilfe der SEM-Visualisierung des Biofilms kann darauf hingewiesen werden, dass die Oberfläche der beschichteten Anode ebenfalls von einer dicken Schicht extrazellulärer Polymersubstanzen umgeben zu sein schien, die durch bakterielle Aktivität freigesetzt wurden. In seltenen Fällen kann eine solche Polymerdeckschicht die Leitfähigkeit des Biofilms beeinträchtigen und die Übertragung von Elektronen von Mikroben auf die Elektrodenoberflächen einschränken. Im Gegensatz dazu besteht die positive Eigenschaft dieser Polymermatrix darin, dass sie die Bakterienagglomeration und die Biokompatibilität der Anodenelektrode fördert. Die polymere Abdecksubstanz auf den Elektrodenoberflächen könnte die dort beobachtete mikrobielle Ansammlung (eine konzentrierte Bakteriengemeinschaft) begünstigt haben. Die hervorragende Entwicklung der Biofilmschicht der beschichteten Anode trägt zur niedrigen Ladungsimpedanz des SMFC bei46.

EAMs nutzen organische Verbindungen oder Kohlendioxid (im Fall autotropher Bakterien) und liefern Elektronen an die Anode47,48. Einige nicht elektroaktive Mikroben (Nicht-EAMs) im anodischen Biofilm können jedoch auch zur Verbesserung der MFC-Leistung beitragen, indem sie eine geeignete anaerobe Umgebung und Elektronentransfermediatoren bereitstellen, die den Elektronenweg für die elektrogenen Mikroben umleiten6,49. Die vom MFC erzeugte elektrische Energie wird für verschiedene Zwecke genutzt, beispielsweise zur Abwasserbehandlung und für Biosensoranwendungen50,51. Die Fähigkeit von EAMs, sich auf der Elektrodenoberfläche anzusammeln, zu akklimatisieren und auszubreiten, beeinflusst die Leistung der MFC-basierten elektrochemischen Systeme52.

Diese Arbeit enthüllte das mikrobielle Gemeinschaftsmuster im elektrogenen Biofilm, der sich über der modifizierten Graphitanode in einem MFC-Aufbau entwickelte, der mit Belebtschlamm als Brennstoff- und Mikroorganismenquelle betrieben wurde. Die elektrogene Natur der Firmicutes- und Proteobacteria-Phyla, einschließlich Alpha, Beta, Gamma und Delta53,54,55,56 sowie Bacteroidetes, ist bekannt57. Proteobakterien sind die am häufigsten gemeldeten Stämme im anodischen Biofilm, gefolgt von Firmicutes und Bacteroidetes58,59. Die Informationen über Actinobakterien und Euryarchaeota, von denen bekannt ist, dass sie mit den zersetzenden komplexen organischen Stoffen und Alkohol60,61 bzw. Methanogenese62 in Verbindung stehen, sind jedoch nicht ausreichend verstanden. Gammaproteobakterien wurden für ihre hohe Fähigkeit zur Elektronenübertragung beschrieben63, während Clostridien für ihr Potenzial bekannt sind, Acetatpyruvat und Wasserstoff aus Kohlenhydraten zu erzeugen64. Darüber hinaus wurden in MFC65 reichlich Betaproteobakterien und Alphaproteobakterien gefunden. Darüber hinaus ist Enterobacter (zu den Gammaproteobakterien gehörend) eine häufig vorkommende exoelektrogene Gattung. Unter allen Gattungen hatte sie den höchsten Anteil und spielte daher eine entscheidende Rolle bei der Stromerzeugung66. Die relative Häufigkeit von Pseudomonas im S3-Biofilm betrug 18,675 %. Pseudomonas gehört zu den Gammaproteobakterien. Gramnegative, fakultative Anaerobier produzieren Elektronentransfermediatoren wie Pyocyanin, Phenazine und verwandte Substanzen, die zur MFC-Leistung beitragen67,68,69. Die relative Häufigkeit von Clostridium sank von 7,45 % in der anodischen Biofilmprobe (S4) auf 0,82 % in den unbeschichteten Anodenproben (S1). Auf jeden Fall, Clostridium sp. wurde zunehmend als dominierende Art in MFCs erkannt11,70,71. Die relative Häufigkeit von Lactobacillus verringerte sich von 5,47 % in der Probe mit beschichteter Anode (S4) auf 2,185 % in der Probe mit unbeschichteter Anode (S1). Die Rolle von Lactobacillus sp. über die Laktosefermentation, die Herstellung des elektroaktiven Biofilms und die Erzeugung von Bioelektrizität aus Milchabfallwasser ohne einen Mediator sind bekannt72.

Der gesamte Biofilm wies eine signifikante Population von Bacteroides und Dysgonomonas auf. Die relative Häufigkeit von Dysgonomonas stieg im S2 von 0,01 % im S1 auf 5,61 %. Es wurde festgestellt, dass die Häufigkeit von Dysgonomonas (zu den Bacteroidia gehörend) mit der Leistungssteigerung eines MFC73 zusammenhängt. Die relative Häufigkeit von Acinetobacter stieg im S3 von 0,03 % im S1 auf 1,56 %; Sie werden als fermentative Bakterien für den Kohlenhydratstoffwechsel beschrieben74. Darüber hinaus wurde Acinetobacter als bedeutender Bestandteil der elektroaktiven Biofilmpopulation75 vorgeschlagen. Einige frühere Untersuchungen ergaben, dass Acinetobacter spp. das H2 nutzt, war in MFCs vorherrschend76. Die Ergebnisse bestätigen die bestehende Hypothese, dass eine pluralistische mikrobielle Gemeinschaft als anodischer Biokatalysator in MFCs zur Verbesserung der elektrischen Energie aus komplexen Brennstoffquellen beiträgt11. Die Studien zur Korrelation zwischen Funktionsprofilen und elektrogenem Verhalten von Bakterien sind begrenzt. Das exoelektrogene Verhalten nitratreduzierender Bakterien wie Pseudomonas und die Produktion von elektrischem Strom könnten mit den anaeroben Atmungswegen fermentierender Bakterien wie Clostridium und E. coli zusammenhängen13,77.

Der Unterschied zwischen den hergestellten Anoden, der durch die Einführung verschiedener leitfähiger Materialien erzielt wurde, veränderte das herausragende Profil der Bakterien nicht drastisch, wie aus der Dominanz der Phyla, Proteobakterien, Firmicutes und Bacteroidetes im Biofilm über alle diese Anoden hinweg ersichtlich ist. Auf Klassen- und Artenebene waren die Unterschiede jedoch deutlich ausgeprägt und im letzteren Fall am höchsten. Beispielsweise wies die PANI-modifizierte Anode die höchste relative Häufigkeit von Gammaproteobakterien, Clostridien und Bazillen auf Klassenebene und Pseudomonas, Clostridium, Enterococcus und Bifidobacterium auf Artenebene auf. Ebenso waren die mikrobiellen taxonomischen Klassen, die deutlich dominieren, Gammaproteobakterien und Bazillen. Interessanterweise erzeugte die MFC, wie oben erläutert, mit PANI einen höheren elektrischen Strom als rGO und CNTs als Dotierungsmaterial für das Verbundpulver auf der Anode, obwohl die beiden letztgenannten Materialien auf Graphenbasis eine bessere Leitfähigkeit besitzen und herkömmlicherweise zur Gewinnung elektrischer Energie verwendet werden im MFC78.

Die Beschichtung von Anodenelektroden mit leitfähigen Verbundwerkstoffen wird häufig angewendet, um die Bildung von Biofilmen und die elektrokatalytische Reaktion zu fördern. Diese Studie enthüllte das mikrobielle Gemeinschaftsmuster im elektrogenen Biofilm, der sich über einer modifizierten Graphitanode in einem MFC-Aufbau mit Belebtschlamm entwickelte. Der Unterschied zwischen den hergestellten Anoden, der durch die Einführung verschiedener leitfähiger Materialien erzielt wurde, veränderte das markante Strukturprofil der Bakterien auf Klassen- und Artenebene drastisch, wobei die Variationen im letzteren Fall größer waren. Die Auswahl des Beschichtungsmaterials hatte einen erheblichen Einfluss auf die mikrobielle Vielfalt, wohingegen der aus MFC-S3 gesammelte Biofilm wesentlich höhere beobachtete OTU-Werte aufwies als andere Materialien. Beispielsweise wies die PANI-modifizierte Anode die höchste relative Häufigkeit von Gammaproteobakterien, Clostridien und Bazillen auf Klassenebene und Pseudomonas, Clostridium, Enterococcus und Bifidobacterium auf Artenebene auf. Diese Ergebnisse zeigten, dass die bakterielle Gemeinschaftsstruktur des anodischen Biofilms durch die Änderung der leitfähigen Materialien auf den Graphitelektroden erheblich verändert werden könnte. Interessanterweise erzeugte der MFC mit PANI einen höheren elektrischen Strom als rGO und CNTs als Dotierungsmaterial für das Verbundpulver auf der Anode. Diese Studie liefert Einblicke in die Wechselwirkung zwischen Zellen und der Elektrode und die Wachstumsdynamik des Biofilms auf der Anode und liefert einen wichtigen Anreiz für die Entwicklung der MFC-Technologie für praktische Anwendungen.

Die in dieser Studie verwendeten Rohdaten wurden unter der Bioprojekt-Zugangsnummer PRJNA801836 in das NCBI Sequence Read Archive (SRA) hochgeladen.

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Dr. Bahaa und Sunandan möchten den Central Instruments Facilities, dem IIT Guwahati, Indien und dem National Research Centre, Ägypten, für die Unterstützung dieser Arbeit danken.

Diese Studie wurde vom Department of Biotechnology – The World Academy of Sciences (DBT-TWAS) (Projekt-Nr.: BSBEPDxDBT00389BAM001/19-1436 an BAH) und DBT India (Grant-Nr. BT/PR41449/NER/95/1687/2020) gesponsert zu PG).

Abteilung für Wasserverschmutzungsforschung, Institut für Umweltforschung und Klimawandel, Nationales Forschungszentrum, 33 El-Bohouth St., Dokki, 12622, Gizeh, Ägypten

East A. Hemdan & Gamila E. El-Taweel

Abteilung für Biowissenschaften und Bioingenieurwesen, Indian Institute of Technology Guwahati, Guwahati, 781039, Indien

Bahaa A. Hemdan, Sunandan Naha und Pranab Goswami

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BAH und PG konzipierten und gestalteten die Forschung. BAH und SN führten Experimente durch und sammelten Daten. GEE und BAH analysierten und interpretierten mikrobiologische Daten. BAH hat den Manuskriptentwurf verfasst. PG hat das Manuskript überprüft und bearbeitet. Alle Autoren haben das Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Eastern A. Hemdan.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Hemdan, BA, El-Taweel, GE, Naha, S. et al. Bakteriengemeinschaftsstruktur eines elektrogenen Biofilms, der auf einer modifizierten Graphitanode in einer mikrobiellen Brennstoffzelle entwickelt wurde. Sci Rep 13, 1255 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-27795-x

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Eingegangen: 29. September 2022

Angenommen: 09. Januar 2023

Veröffentlicht: 23. Januar 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-27795-x

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