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Nature Communications Band 13, Artikelnummer: 3286 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Von zentraler Bedeutung für die Weiterentwicklung unseres Verständnisses neuronaler Schaltkreise ist die Entwicklung minimalinvasiver, multimodaler Schnittstellen, die in der Lage sind, neuronale Aktivität gleichzeitig aufzuzeichnen und zu modulieren. Neuere Geräte konzentrieren sich darauf, die mechanische Nachgiebigkeit des Gewebes anzupassen, um Entzündungsreaktionen zu reduzieren. Allerdings ist eine Verkleinerung der multimodalen Schnittstellen erforderlich, um die Biokompatibilität und die Langzeitaufzeichnungsfähigkeiten weiter zu verbessern. Hier wird ein multimodales koaxiales Mikrosondendesign mit minimalinvasiver Grundfläche (8–14 µm Durchmesser über Millimeterlängen) vorgestellt, das eine effiziente elektrische und optische Abfrage neuronaler Netze ermöglicht. Im Gehirn ermöglichten die Sonden robuste elektrische Messungen und optogenetische Stimulation. Skalierbare Herstellungsstrategien können mit verschiedenen elektrischen und optischen Materialien verwendet werden, wodurch die Sonden in hohem Maße an experimentelle Anforderungen angepasst werden können, einschließlich Länge, Durchmesser und mechanische Eigenschaften. Aufgrund ihrer vernachlässigbaren Entzündungsreaktion versprechen diese Sonden die Entwicklung einer neuen Generation leicht abstimmbarer multimodaler Geräte für die langfristige, minimalinvasive Anbindung neuronaler Schaltkreise.

Mikroelektrodenaufzeichnungen sind der Goldstandard für die Messung der Aktivität einzelner Neuronen mit hoher zeitlicher Auflösung in jeder Region des Nervensystems und von zentraler Bedeutung für die Definition der Rolle neuronaler Schaltkreise bei der Verhaltenssteuerung. Mikroelektroden-Arrays wie die Utah- oder Michigan-Arrays haben die Verfolgung verteilter neuronaler Aktivität mit Millisekundengenauigkeit ermöglicht1,2. Ihr großer Platzbedarf und ihre Steifheit führen jedoch zu Gewebeschäden und Entzündungen, die Langzeitaufzeichnungen erschweren3,4. Hochmoderne Neuropixel- und Kohlefasersonden haben diese früheren Geräte verbessert, indem sie die Elektrodendichte erhöht und die Sondenabmessungen und -steifigkeit reduziert haben5,6,7. Obwohl diese Sonden das Gebiet der neuronalen Schnittstellen vorangebracht haben, sollten Geräte der nächsten Generation zusätzlich zu kolokalisierten elektrischen Aufzeichnungen eine gezielte Stimulation ermöglichen3,8. Optogenetische Techniken ermöglichen eine schnelle Modulation der Zellaktivität durch gezielte Expression und Aktivierung lichtempfindlicher Opsine9. Angesichts der starken Lichtstreuung und der hohen Absorptionseigenschaften von Nervengewebe erfordert die optogenetische Anbindung an tiefe neuronale Schaltkreise jedoch typischerweise die Implantation starrer Fasern mit großem Durchmesser, was diesen Ansatz invasiver machen kann als sein elektrisches Gegenstück10,11,12.

Die ideale neuronale Sonde würde optische und elektrische Modi kombinieren und dabei kleine Querschnittsabmessungen und einstellbare Längen beibehalten. Die Fähigkeit zur bidirektionalen Kommunikation mit genetisch definierten Neuronentypen und -schaltkreisen ist der Schlüssel, um letztendlich verstehen zu können, wie das Nervensystem Verhalten berechnet und steuert. Es ist auch von grundlegender Bedeutung, um die mechanistischen Grundlagen sensomotorischer Störungen zu bestimmen und zu definieren, wie die Schaltkreisaktivität durch eine Verletzung beeinflusst wird und wie sie wiederhergestellt oder erleichtert werden kann. Ansätze zur Integration optischer und elektrischer Modalitäten reichten vom Hinzufügen von Glasfasern zu bestehenden Utah-Arrays bis hin zur Optetrode oder anderen integrierten elektrooptischen Koaxialstrukturen13,14,15,16,17. Diese Technologien haben sich als vielversprechend für die gleichzeitige elektrische Aufzeichnung und optische Stimulation in vivo erwiesen. Allerdings besteht weiterhin die Notwendigkeit, den Platzbedarf des Geräts zu reduzieren, um Immunreaktionen bei Langzeitaufzeichnungen zu minimieren3,18,19,20,21.

In dieser Arbeit präsentieren wir nach unserem besten Wissen die kleinste multimodale koaxiale neuronale Sonde mit einem elektrischen Kanal mit niedriger Impedanz, der einen kleinen zentralen Glasfaserkern umgibt. Diese elektrooptisch-mechanisch flexiblen (EO-Flex) Sonden können mit Durchmessern von nur 8 µm und Längen von bis zu mehreren Millimetern unter Verwendung von mikrofaseroptischen Wellenleiterkernen oder sogar kleineren Durchmessern mit nanofaseroptischen Kernen hergestellt werden. Sie können auch direkt mit Singlemode-Fasern (SMFs) verbunden werden, um abnehmbare, verlustarme optische Schnittstellen zu schaffen, die direkt mit standardmäßiger optogenetischer Hardware verbunden werden können. Die gleichzeitige elektrische Aufzeichnung und optische Stimulationsleistung der EO-Flex-Sonden wird im Gehirn von Mäusen demonstriert. Unsere Experimente zeigen, dass der elektrische Kanal aus porösem Metall selbst bei der geringen Größe der Sonde eine hervorragende Aufzeichnungsfähigkeit bietet. Die geringen optischen Verluste von der Quelle bis zur Spitze von <10 dB ermöglichen eine robuste optogenetische Stimulation bei transgenen oder viral transduzierten Mäusen, die Opsine in Zielzellen exprimieren. Implantatstudien zeigen minimale Immunreaktionen, was darauf hindeutet, dass die vollständig anpassbare Sonde und zukünftige Arrays mit hoher Dichte eine langfristige Verbindung mit minimaler Störung des umgebenden Nervengewebes ermöglichen sollten.

EO-Flex-Sonden wurden unter Verwendung optischer Mikro- und Nanofaserkerne hergestellt (siehe Methoden). Hier konzentrieren wir uns auf massenproduzierbare Silica-Mikrofasern als Kern, der Sonden mit Längen von mehr als 3 mm bei einem Durchmesser von <12 µm ermöglicht (Abb. S16a). Das Herstellungsprotokoll ist jedoch allgemein und kann mit anderen optischen Kernen, einschließlich Metalloxid-Nanofaser-Wellenleitern im Subwellenlängenbereich, verwendet werden, um ultraminiaturisierte Sonden herzustellen (Abb. S3). Um eine effiziente Kopplung mit optogenetischer Hardware zu ermöglichen, wurden die Mikrofasern zunächst auf ein Siliziumsubstrat gelegt, wobei ein Ende der Faser über den Rand des Substrats hinausragte, und dann stumpf an ein gespaltenes SMF gekoppelt (Abb. 1a). Wir haben eine aktive Ausrichtung verwendet, um die Modenüberlappung zwischen Mikrofaser und SMF zu maximieren. Die Kopplung wurde mithilfe eines UV-härtbaren optischen Klebstofftröpfchens am Ende des SMF gesichert (Abb. 1b).

a Silizium-Mikrofasern definierter Länge werden auf einem Silizium-Substrat positioniert, um die Verbindung einer mit einer Singlemode-Faser (SMF) beladenen Ferrule mit der Mikrofaser zu ermöglichen. b (von oben nach unten) Fotos zeigen den aktiven Ausrichtungs- und Bindungsprozess beim Koppeln der Mikrofaser mit dem SMF. c Schematische Darstellung des Elektroabscheidungsaufbaus zur Abscheidung von Poly(3,4-ethylendioxythiophen)-polystyrolsulfonat (PEDOT:PSS) nach dem Sputtern von Iridiumoxid (IrOx). d Optisches Bild der Lichtabgabe einer Sonde von der Seite, wenn das Licht von einem Spiegel reflektiert wird, und von der gespaltenen Endfacette (Zoom-in-Einsätze) mit und ohne Laserlicht. (Einschub) Fluoreszenzbild, das den Kegelwinkel der Sonde erfasst, nachdem sie in eine Farbstofflösung getaucht und blaues (442 nm) Licht in die Sonde eingestrahlt wurde. In mehreren Experimenten wurden mikroskopische Aufnahmen erstellt. e Elektronenmikroskopische Querschnittsaufnahme einer EO-Flex-Sonde nach dem Fräsen des Endes, die die freigelegten leitfähigen Ringe zusammen mit dem Kern aus optischem Glas (SiOx) zeigt. Für ähnliche Sonden wurden mehrere elektronenmikroskopische Aufnahmen gemacht, die zu ähnlichen Eigenschaften führten. f EIS-Daten für gefräste Sonden mit (schwarze Linie) und ohne (grüne Linie) der PEDOT:PSS-Umhüllung. Die durchschnittliche Impedanz wird angezeigt, wobei der hell schattierte Bereich eine Standardabweichung für n = 4 Sonden darstellt. g Eine Querschnittsansicht der Sonde, die ihre verschiedenen Mantelschichten zeigt. h Foto einer fertigen EO-Flex-Sonde mit Vergrößerung des Mikrofaserspitzenbereichs. Skalierungsstrategien siehe Abb. S16.

Um eine robuste, abnehmbare Schnittstelle für In-vivo-Tests zu schaffen, wurde der SMF in eine Keramikhülse eingesetzt. Das distale Ende der Ferrulenbaugruppe wurde maschinell poliert, um die Verbindung mit einem Patchkabel zu ermöglichen (Abb. 1g, h). Andere Schnittstellendesigns für unterschiedliche Anwendungen sind denkbar (Abb. S16). Um eine rauscharme elektrisch leitende Schicht um die Sondenspitze herum zu bilden, wurde eine 379 ± 43 nm dicke Schicht aus Iridiumoxid (IrOx) auf die Mikrofasern gesputtert, gefolgt von einer 362 ± 137 nm dicken elektrochemisch abgeschiedenen Schicht aus Poly(3,4-ethylendioxythiophen)-Polystyrol Sulfonat (PEDOT:PSS) (Abb. 1c)22. Die poröse Beschaffenheit von IrOx ermöglichte eine bessere Haftung der leitfähigen PEDOT:PSS-Schicht und verbesserte die elektrische Gesamtleistung der Sonde. Die Sonde wurde mit 1,76 ± 0,16 µm Parylene-C passiviert, um die Sonde elektrisch zu isolieren und eine biokompatible Oberfläche bereitzustellen (Abb. S2). Um die elektrischen und optischen Oberflächen freizulegen, wurde die Spitze mit einem fokussierten Ionenstrahl abgespalten (Abb. 1e; siehe Hintergrundinformationen). Abbildung 1g zeigt das endgültige Sondendesign und Abb. 1h zeigt ein Foto einer fertigen Sonde. Durch die Kombination von IrOx und PEDOT:PSS wurden elektrische Impedanzen von <1 MΩ bei 1 kHz bei Elektrodenflächen von <15 µm2 erreicht (Abb. 1f).

Die optischen Eigenschaften der Sonden wurden zunächst durch Abbildung des Ausgangskegelwinkels in einer Farbstofflösung (Abb. 1d, Einschub) bewertet, die einen Divergenzwinkel von 10–15° aufwies. Wichtig ist, dass nach dem Aufbringen der Mantelschichten auf die Sonde im Vergleich zur Vormantelsonde (Abb. 1b) kein nachweisbares Streulicht von der Mikrofaser/SMF-Grenzfläche (Abb. 1d) beobachtet wird. Die optischen Verluste zwischen einem lasergekoppelten Patchkabel und dem EO-Flex-Ausgang wurden mit drei verschiedenen Wellenlängen (473, 543, 600 nm) quantifiziert, wobei alle Geräte <7 dB zeigten (n = 4). Diese Werte stimmen gut mit simulierten Ergebnissen für eine Modenfehlausrichtung von ~2 µm in der Ferrulenhülse überein (Abb. S1). Die elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) wurde an den Sonden durchgeführt, während sie in eine 1x phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) getaucht waren. Alle hergestellten und getesteten Sonden zeigten nach der Mantelabscheidung und dem Fräsen der Spitze eine durchschnittliche elektrische Impedanz von 844 ± 179 kΩ bei 1 kHz (n = 4; Abb. 1f und Abb. S2a–d), verglichen mit >10 MΩ vor der PEDOT-Abscheidung.

Um zu bestätigen, dass EO-Flex-Sonden hochempfindliche elektrische Messungen in vivo ermöglichen, führten wir gleichzeitige extrazelluläre Aufzeichnungen und Zwei-Photonen-Bildgebung im Kortex von mit Isofluran betäubten Mäusen mit fluoreszenzmarkierten Zellen durch (siehe Hintergrundinformationen)23,24. Dieser Ansatz ermöglichte die Überwachung des Einführens und der gezielten Bewegung der Sonde durch das Gewebe (Abb. 2a). Die Sonden durchdrangen die freigelegte Dura mit minimalem Knicken beim Eintauchen in Wasser problemlos (Video S1) und erreichten Zielregionen in der optisch zugänglichen kortikalen Schicht 2/3 (Abb. S12 und Video S2). Bei der Montage an einem dreiachsigen Mikromanipulator war eine Feineinstellung der seitlichen Position der Sondenspitze im Gewebe möglich, um das Signal-Rausch-Verhältnis zu optimieren und einzelne Neuronen anzusprechen. Die seitliche Bewegung war jedoch typischerweise auf <30 µm begrenzt. Mit diesem Ansatz haben wir endogene Multi- und Single-Unit-Aktivität erworben (Abb. 2b). Zur Bestimmung der Anzahl unterschiedlicher Einheiten wurden die Hauptkomponentenanalyse (PCA) und die Gaußsche Clusterbildung elektrischer Aufzeichnungen verwendet (Abb. 2c). Die Spitzenraten wurden mithilfe eines Bayesian Adaptive Kernel Smoother (BAKS)-Algorithmus berechnet, der auf die gesamte Dauer der Aufzeichnung angewendet wurde (Abb. 2d)25. Abbildung 2b–e zeigt eine repräsentative Aufnahme. Mit einer ca. 1 mm langen EO-Flex-Sonde konnten wir auch elektrische Aufzeichnungen von tieferen kortikalen Bereichen bis zur maximalen Länge der Sonden erhalten. Die elektrische Signatur dieser Aufzeichnungen lässt darauf schließen, dass auf alle kortikalen Schichten zugegriffen werden kann (Abb. S4).

Eine schematische Darstellung des Aufbaus für visuell geführte elektrische Messungen. Die Zwei-Photonen-Bildgebung der Sonde in Bezug auf fluoreszierend markierte Zellen (siehe Methoden) wurde verwendet, um ihre Bewegung durch das Gewebe zu verfolgen und die Aufnahmeposition zu optimieren. (Einschub) Vergrößerte Querschnittsansicht der chirurgischen Vorbereitung für gleichzeitige Bildgebung und elektrische Aufzeichnungen. b Beispiel einer EO-Flex-Aufzeichnung, die die spontane neuronale Aktivität in der kortikalen Schicht 2/3 (Tiefe = 250 µm) einer mit Isofluran betäubten Maus zeigt. Der Schwellenwert (rote Linie), der eine Spitze definiert, wurde auf \({{{{{\rm{Threshold}}}}}}=4* {{{{{\rm{Median}}}}}}\left( \frac{\left|{{{{{\rm{Aufnahme}}}}}}\right|}{0,675}\right)\) basierend auf veröffentlichter Literatur36. (eingerahmter Bereich) Ein einsekündiger Ausschnitt aus der Aufzeichnung zeigt die Aktivität mehrerer Einheiten. c Hauptkomponentenanalysediagramm (PC) des Wellenform-Clusters unter Verwendung etablierter Clustering-Methoden37. d Die Spike-Rate über die in (b) gezeigte 1-minütige Aufzeichnung wurde mithilfe einer Bayes'schen Kernelschätzung berechnet. e Durchschnittliche Wellenformen (durchgezogene Linien) zusammen mit einer Standardabweichung (schattierte Bereiche) für vier Cluster, ermittelt durch PCA aus der Aufzeichnung in (b).

Um die Fähigkeit der EO-Flex-Sonden zur Aufzeichnung peripher hervorgerufener Aktivitäten zu demonstrieren, führten wir sie anschließend in den Barrel-Cortex ein, der sensorische Eingaben von Schnurrhaaren auf der gegenüberliegenden Körperseite erhält. Während wir die Sonde in das Gehirn vordrangen, lenkten wir die Schnurrhaare regelmäßig mit Luftstößen ab, während das Tier noch unter Isofluran-Anästhesie stand. Sobald die korrelierte Aktivität beobachtet wurde, wurde die Sondenposition (~900 µm Einschub) fixiert und die Anästhesie ausgeschaltet. Die Messungen begannen 30–60 Minuten, nachdem die Tiere mit dem Laufen begonnen hatten. Videoaufzeichnungen wurden verwendet, um durch Luftstöße verursachte Whisker-Ablenkungen zu verifizieren und das spontane Whisker-Verhalten unter Infrarotbeleuchtung aufzuzeichnen (Abb. 3a – c). Zusätzlich wurde die Bewegungsaktivität der Maus mithilfe eines optischen Encoders aufgezeichnet, der an dem kugelförmigen Laufband angebracht war, auf dem das Tier positioniert war. Die Whiskers wurden mit verschiedenen Pulsfrequenzen (2, 3 und 5 Hz) und Breiten (20 und 50 ms) abgelenkt (Abb. 3f – q), was zu einem stimulusabhängigen Anstieg der Spike-Rate führte, der in Ruhephasen am ausgeprägtesten war (dh ohne spontanes Rühren). Um die Positionierung der Sonde im Barrel-Cortex weiter zu bestätigen, führten wir durch die EO-Flex-Sonde vermittelte elektrische Stimulationen (biphasische Impulse von 0–300 µA bei 100 Hz) durch, was zu stromamplitudenabhängigen Whisker-Ablenkungen führte (Abb. S5).

ein Schema des Versuchsaufbaus. Die Whisker wurden durch Luftstoßreize abgelenkt, die über eine Mikropipette abgegeben wurden, die an ein funktionsgeneratorgesteuertes Drucksystem (Picospritzer) angeschlossen war. Der Funktionsgenerator steuerte außerdem eine Infrarot-LED zur Analog- und Videodatensynchronisation. b Videobild, das das ruhende Tier vor der Ablenkung des Schnurrbarts zeigt. Der blaue Pfeil zeigt einen Beispiel-Whisker an. Der rote Kreis zeigt die Position der Infrarot-LED an. c Videobild, das die Ablenkung des angezeigten Whiskers während der Luftstoßabgabe zeigt. d Beispiel einer EO-Flex-Aufnahme (schwarz) während der 3-Hz-Whisker-Stimulation (gelb). e Entsprechende nach Spitzen sortierte Durchschnittswellenformen mit einer schattierten Standardabweichung. Verschiedene neuronale Wellenformen werden mit unterschiedlichen Farben markiert. f–h Rasterdiagramm, das die durch den Whisker-Stimulus hervorgerufene Aktivität für eine Stimulationsfrequenz von 2 Hz (50 ms Pulsbreite) (f), das Peristimulus-Zeithistogramm (g) und die BAKS-Schätzung der Zündfrequenz (h) zeigt. i–k Rasterdiagramm (i), Peristimulus-Zeithistogramm (j) und BAKS-Schätzung für eine 3-Hz-Stimulation (50 ms Impulsbreite). l–n Rasterdiagramm (l), Peristimulus-Zeithistogramm (m) und BAKS-Schätzung (n) für 5-Hz-Stimulation (50 ms Impulsbreite). o–q Rasterdiagramm (o), Peristimulus-Zeithistogramm (p) und BAKS-Schätzung (q) für 3-Hz-Stimulation (20 ms Impulsbreite). Panel (a), erstellt mit Biorender.com.

Um die Fähigkeit der EO-Flex-Sonden zu demonstrieren, neuronale Aktivität optisch hervorzurufen und gleichzeitig mit derselben Sonde elektrisch aufzuzeichnen, führten wir Experimente an anästhesierten Thy1-ChR2-YFP-Mäusen mit durch blaues Licht aktivierter Ionenkanal-Channelrhodopsin-2 (ChR2)-Expression in Neuronen durch . Die Sonden wurden unter visueller Kontrolle in die Kortikalisschicht 2/3 eingeführt. Ein 473 nm diodengepumpter Festkörperlaser (DPSS), der zur Anregung von ChR2 geeignet ist, wurde in die Sonde eingekoppelt und die Stimulationsparameter wurden systematisch abgetastet (Abb. S6, S8, S9). Wir variierten die Stimulationsfrequenz (10–50 Hz), die Impulsbreite (0,6–9,8 ms) und die Ausgangsleistung (5–208 µW), um die optimalen Einstellungen zur Anregung von ChR2-exprimierenden Neuronen zu bestimmen. Mithilfe einer Wellenformanalyse der gleichzeitig aufgezeichneten elektrischen Aktivität stellten wir fest, dass eine Mindestleistung von 29 µW (2849 mW mm−2) erforderlich war, um die Zellen synchron mit der optischen Impulsfolge zu zünden (Abb. S6). In der in Abb. 4a–b gezeigten Beispielaufzeichnung ergab PCA in Kombination mit einer gemischten Gaußschen Anpassung für die Clusterung der Daten zwei primäre Cluster (Abb. 4c) mit zwei unterschiedlichen Wellenformen (Abb. 4d), die während der Stimulationsperiode auftraten (Abb . 4e–g). Wir fanden minimale Interferenzen (z. B. Becquerel-Effekt) zwischen den proximalen optischen und elektrischen Kanälen, wie durch Tests der EO-Flex-Geräte an nicht-transgenen Tieren bei ähnlicher maximaler optischer Leistung und Stimulationsfrequenzen gezeigt wurde (Abb. S10). Eine weitere Validierung des Fehlens des Becquerel-Effekts wurde gezeigt, indem die EO-Flex-Sonde von ChR2-exprimierenden Neuronen zurückgezogen oder in eine Pufferlösung gelegt wurde, während gleichzeitig optisch mit ähnlicher Laserleistung (208 µW) unter Verwendung derselben optogenetischen Impulszüge gepumpt wurde (Abb. S11). Bei dieser maximalen Leistung reagierten die neuronalen Schaltkreise mit minimaler zeitlicher Verzögerung (Abb. S6f) und konnten Frequenzreizen bis zu 40 Hz folgen, bevor sie Schwierigkeiten hatten, das synchronisierte Feuern aufrechtzuerhalten (Abb. S9).

a Optisch hervorgerufene neuronale Aktivität unter Verwendung einer 20-Hz-Pulsfolge (blaue Balken) aus 473-nm-Licht (Pulsbreite 4,95 ms) bei einer Spitzenleistung von 61 µW, zyklisch ein- und ausgeschaltet bei 1 Hz. Die Schwellenlinie (rot) wurde wie in Abb. 2 definiert36 festgelegt. b Spike-Rate-Diagramm für die Aufzeichnung in (a). c Hauptkomponentendiagramm (PC) für die optisch hervorgerufene neuronale Aktivität. Einzelne Cluster sind unterschiedlich gefärbt. d Durchschnittliche Wellenformen (durchgezogene grüne oder schwarze Linie) für jeden Cluster in (c) zusammen mit einer Standardabweichung (schattierter Bereich). e Jeder Cluster (farblich abgestimmtes Schwarz oder Grün), dargestellt über die Zeit, zusammen mit dem Fenster eines einzelnen Impulses (blauer Balken). f Bayesianische Kernel-Glättungsschätzung der Spitzenrate für jede Stimulationsperiode. g Farbiges Rasterdiagramm, das das Auftreten der Wellenformen aus (d) zeigt. h Berechnete durchschnittliche Spitzenrate über die 1-s-Dauer eines einzelnen Pulszyklus.

Die Fähigkeit von EO-Flex-Sonden, neuronale Aktivität optisch hervorzurufen, wurde durch Zwei-Photonen-Kalzium-Bildgebung in Vglut2-GCaMP6f-Mäusen, denen ein AAV2-CaMKII-C1V1-mCherry-Vektor injiziert wurde, weiter verifiziert (siehe Methoden). Vier bis fünf Wochen nach der kortikalen Injektion wurden EO-Flex-Sonden in Schicht-2/3-Regionen eingeführt, die das durch grünes Licht aktivierte Opsin C1V1 exprimieren. Ein 556-nm-DPSS-Laser wurde an die EO-Flex-Sonde gekoppelt und die Stimulationsparameter wurden abgetastet, während gleichzeitig neuronale Kalziumtransienten überwacht wurden. Die abgegebenen optischen Impulse führten zu einem korrelierten Calcium-Spike in C1V1-positiven Neuronen im Sichtfeld (Abb. S12). Die erfolgreiche optische Evokation neuronaler Aktivität wurde auch durch gleichzeitige elektrische Aufzeichnungen bestätigt (Abb. S12e). Zusammengenommen belegen unsere In-vivo-Daten die Fähigkeit der EO-Flex-Sonden, die neuronale Aktivität im intakten Gehirn elektrisch aufzuzeichnen und optisch zu modulieren.

Die EO-Flex-Sonden ermöglichen das Targeting und Mitführen von Opsin-exprimierenden Zellen bei Feuerraten von 10 bis 50 Hz (Abb. S9). Während die Mindestleistung (29 µW) zur zuverlässigen Aktivierung von Neuronen höher ist als in früheren Berichten (1–10 mW mm−2)15,26,27, ist zu beachten, dass aufgrund des kleinen optischen Kerns der EO-Flex-Sonden ( 3,6 µm) und der erwarteten Lichtabsorption und -streuung vom Gewebe werden höhere Intensitäten erwartet, um Beleuchtungsvolumina zu erzeugen, die im Vergleich zu herkömmlichen Glasfasern mit größerem Kern groß und stark genug sind, um Neuronen erfolgreich zu rekrutieren. Monte-Carlo-Simulationen in Abb. S6b zeigen, dass bei einer Stimulationsleistung von 29 µW die optische Leistungsdichte etwa 1,2 mm von der Spitze entfernt unter den optogenetischen Schwellenwert von 1 mW mm−2 fällt. Selbst bei der maximalen Stimulationsleistung, die in unseren optogenetischen Experimenten verwendet wurde (208 µW oder 20.435 mW mm−2 an der Sondenspitze), beobachteten wir keine nachteiligen zellulären Effekte (z. B. anhaltende Veränderungen der Feuerrate oder des Kalziumspiegels) (Abb. S10). –12). Jüngste Studien deuten darauf hin, dass eine kontinuierliche optische Exposition mit Leistungen <0,25 mW zu keinen Temperatureffekten auf die neuronale Aktivität führt (d. h. zu einer Verschlechterung der elektrischen Signale während des Stimulationszeitraums)28. Um weiterhin minimale optische Erwärmungseffekte auf das Nervengewebe sicherzustellen, verwendeten wir kurze Pulsbreiten und optische Leistungen von weniger als 250 µW (Abb. S6–10). Bei Verwendung dieser Beleuchtungsparameter sind minimale Erwärmungseffekte zu erwarten, was durch die Anwendung zuvor validierter Erwärmungsmodelle auf die EO-Flex-Sonden bestätigt wurde (Abb. S7b)29.

Als nächstes untersuchten wir die Reaktion des Gehirns auf die Sondenimplantation. EO-Flex-Sonden wurden 6 und 30 Tage lang in den Kortex heterozygoter Cx3cr1-GFP-Mäuse mit markierten Mikroglia implantiert. Zum Vergleich wurde eine Multimode-Faser mit 250 µm Durchmesser, die üblicherweise in optogenetischen Experimenten verwendet wird, unter Verwendung derselben stereotaktischen Koordinaten, jedoch auf der gegenüberliegenden Hemisphäre, eingeführt. Es wurden serielle Hirnschnitte angefertigt, die beide Implantationsstellen umfassten. Gewebeschnitte wurden gleichzeitig mit Anti-GFAP- und Anti-NeuN-Antikörpern angefärbt, um reaktive Astrogliose bzw. neuronalen Verlust zu quantifizieren (n = 4 Mäuse; N = 8 Schnitte pro Maus) (Abb. 5 und Abb. S14, 15). Am Tag 6 nach der Implantation stellten wir fest, dass die Multimode-Faser zu einem signifikanten neuronalen Verlust, einem 2,08 ± 0,23-fachen Anstieg der Mikroglia-Anzahl und einem 2,68 ± 0,60-fachen Anstieg der GFAP-Spiegel führte (Abb. 5e–g). Im Gegensatz dazu zeigten die EO-Flex-Sonden keine signifikante Abnahme der NeuN-positiven Zellen oder einen Anstieg der Mikroglia-Zahlen oder GFAP-Spiegel um die Insertionsstelle (Abb. 5e – g). Am Tag 30 nach der Implantation wurde bei der implantierten Kontroll-Multimode-Faser erneut ein neuronaler Verlust sowie ein 2,33 ± 0,27-facher Anstieg der Mikroglia-Anzahl und ein 2,81 ± 0,63-facher Anstieg der GFAP-Spiegel beobachtet (Abb. 5l–n). . Im Gegensatz dazu zeigten die EO-Flex-Sonden keinen signifikanten Rückgang der NeuN-positiven Zellen oder einen Anstieg der GFAP-Spiegel, sondern einen leichten Anstieg der Mikroglia-Zahlen (Abb. 5l – n). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass Gewebereaktionen auf das Einführen oder Bewegen der EO-Flex-Sonde während der Implantationsperiode zu Zeitpunkten, an denen Entzündungsreaktionen typischerweise am stärksten ausgeprägt sind, vernachlässigbar sind und im Vergleich zu Standardsonden, die für optogenetische Experimente verwendet werden, erheblich geringer ausfallen30. Angesichts dieser minimalen Immunantwort führten wir schließlich auch chronische Aufzeichnungen bis zu 30 Tage nach der Implantation der EO-Flex-Sonde durch. Diese Aufzeichnungen zeigten über alle untersuchten Zeitpunkte (Tag 0, 1, 2, 6 und 30) hervorragende Signal-Rausch-Verhältnisse (Abb. S13).

a, b Optische Bilder, die 20 µm dicke koronale Hirnschnitte um die Implantationsstellen der Multimode-Faser (a) und der EO-Flex-Sonde (b) zeigen. Sowohl die Multimode-Faser (Durchmesser 250 µm) als auch die EO-Flex-Sonde (Durchmesser 12 µm) wurden bis zu einer Tiefe von ca. 1 mm in den Kortex vorgeschoben. Die Bilder wurden 6 Tage nach der Implantation in heterozygoten Cx3cr1-GFP-Mäusen mit markierten Mikroglia (grün) aufgenommen. Die Schnitte wurden gleichzeitig mit Anti-NeuN-Antikörpern (blau) und Anti-GFAP-Antikörpern (magenta) gefärbt, um Neuronen bzw. Astrozyten zu markieren. c, d Bild mit höherer Auflösung eines vergrößerten Bereichs von (a, b), in dem sich die Sondenspitzen befanden. e–g Populationsanalyse (n = 16 Schnitte von zwei Tieren), die den Einfluss der Multimode-Faser- oder EO-Flex-Sondenimplantation auf die neuronale Zellzahl (e), die Astrozytenreaktivität, gemessen anhand des GFAP-Expressionsniveaus (f), und die Mikroglia-Reaktivität zeigt gemessen anhand der Mikrogliazellenzahl (g) für die 6-tägige Implantation. Die zellulären Reaktionen wurden quantifiziert und über zwei 150 µm × 1 mm große Analysebereiche, die jede Insertionsstelle flankierten, gemittelt. Um chirurgische Eingriffe von sondenbedingten Gewebereaktionen zu unterscheiden, wurde eine zusätzliche Kraniotomie vergleichbarer Größe 0,7 mm seitlich von jeder Implantationsstelle des Geräts vorgenommen. Der gleiche Analyseansatz wurde zur Quantifizierung der zellulären Reaktionen an dieser Scheinoperationsstelle verwendet. Zweiseitige gepaarte t-Tests ermittelten die P-Werte. h, i Optische Bilder des koronalen Hirnschnitts, aufgenommen 30 Tage nach der Implantation der Multimode-Faser (h) und der EO-Flex-Sonde (i). j, k Bild mit höherer Auflösung eines vergrößerten Bereichs von (h) und (i), in dem sich die Sondenspitzen befanden. l–n Entsprechende Populationsanalyse (n = 16 Schnitte von zwei Tieren), die die Anzahl neuronaler Zellen (l), die Reaktivität der Astrozyten (m) und die Reaktivität der Mikroglia (n) für die 30-tägige Implantation zeigt. Zweiseitige gepaarte t-Tests ermittelten die P-Werte. Zur Angabe von P-Werten wurde die folgende Konvention verwendet: „ns“ bedeutet P > 0,05, „*“ bedeutet 0,01 < P ≤ 0,05, „**“ bedeutet 0,001 < P ≤ 0,01 und „***“ bedeutet 0,0001 < P ≤ 0,001. Alle Balkendiagramme werden als Mittelwert ± Standardabweichung dargestellt

Zusammenfassend berichten wir über die Herstellung multimodaler koaxialer Mikrosonden und demonstrieren deren Fähigkeit, intrinsische neuronale Schaltkreise optisch zu stimulieren und elektrisch aufzuzeichnen, wobei die Interferenz zwischen den beiden Modalitäten minimal ist. Der geringe Platzbedarf und das hohe Seitenverhältnis der EO-Flex-Sonden ermöglichen eine minimalinvasive Anbindung an neuronale Schaltkreise. Mit diesem koaxialen Design ist durch den Einsatz kleinerer Glasfaserkerne eine weitere Größenreduzierung möglich; Der Nachteil ist jedoch ein Anstieg der optischen Verluste und der elektrischen Impedanz (Abb. S3). Obwohl die Fähigkeiten der Sonden nur im Gehirn getestet wurden, als Plattform mit hervorragender Kontrolle über Sondendurchmesser und -länge, der Wahl von Mantelmaterialien mit verschiedenen chemischen Zusammensetzungen, inhärenter mechanischer Flexibilität und einem klaren Weg zur Vergrößerung der Sondendichte (z. B. Durch die Übertragung des Mantelablagerungsprozesses auf Faserbündel (Abb. S16c) sollte diese Technologie unmittelbare Anwendungen als minimalinvasive Schnittstellen in verschiedenen Regionen des Nervensystems, einschließlich des Rückenmarks und peripherer Nerven, finden.

Die Entwicklung von Sonden, die noch tiefere Hirnregionen erreichen können, ist mit den entwickelten Herstellungsprotokollen unkompliziert, da praktisch jede Mikrofaserlänge erzeugt werden kann (Abb. S16a). Bei einem gegebenen Satz Mantelschichten nimmt die Steifigkeit der Sonde jedoch mit der Länge ab. Daher erfordern längere Sonden möglicherweise zusätzliche Taktiken, um geringe Knickkräfte während des Einführvorgangs zu überwinden (z. B. lösliche Zuckerbeschichtungen oder starre Polymerschichten)31. Alternativ könnte ein chirurgischer Einschnitt in die Dura das Einführen der Sonde erleichtern. Unabhängig von der Sondenlänge haben unsere Implantationsstudien gezeigt, dass die EO-Flex-Sonden mit geringem Platzbedarf im Vergleich zu Standard-Multimode-Fasern eine drastisch reduzierte Immunantwort aufweisen.

Siliziumdioxid-Mikrofasern (Kern- und Gesamtdurchmesser: 3,63 ± 0,31 µm bzw. 5,60 ± 0,42 µm) mit Längen zwischen 500 µm und 1 cm wurden aus ausgelaugten Glasfaserbündeln erzeugt (Schott, Teile-Nr. 1573179). Nach der Spaltung wurden die einzelnen Fasern auf einem Siliziumsubstrat verteilt. Eine auf einem dreiachsigen Mikromanipulator montierte Wolframnadel wurde verwendet, um die Mikrofasern in der Nähe einer Substratkante zu positionieren, wobei ein Ende der Faser >100 µm von der Kante entfernt hing.

Um eine effiziente optische Kopplung des Wellenleiters mit standardmäßiger optogenetischer Hardware zu ermöglichen, wurde eine Singlemode-Faser (SMF) (Thorlabs S405-XP) mit einem Modenfelddurchmesser (2,8–3,4 µm) gewählt, der etwas kleiner als der Mikrofaserkern ist. Um eine robuste, abnehmbare Schnittstelle für In-vivo-Tests zu schaffen, wurde das SMF in eine Keramikhülse (Thorlabs CF126-10) eingesetzt und mit schnell aushärtendem Epoxidharz (DevCon #20445) befestigt. Die Ferrulenanordnungen wurden dann maschinell poliert, bis durch ein Faserinspektionsgerät (Thorlabs, FS200) eine glatte Kopplungsschnittstelle beobachtet wurde, und das gegenüberliegende Faserende (zur Kopplung mit dem Wellenleiter) wurde mit einem Rubinritzer (Thorlabs S90R) gespalten. Die Ferrulenanordnung wurde auf einem dreiachsigen Tisch montiert und das angeritzte Ende wurde in einen Tropfen UV-gehärteten optischen Klebstoffs (Norland Optical Adhesive 81) manövriert, bis sich am Ende ein kleiner Tropfen bildete. Eine effiziente Kopplung zwischen SMF und Mikro-/Nanofaser wurde durch aktive Ausrichtung unter einem aufrechten optischen Mikroskop (Nikon; Software: Amscope v3.7.9229.20170607) erreicht, das mit einem 0,4 NA 20x-Objektiv ausgestattet war, nachdem eine 544-nm-He-Ne-Laserquelle in das gekoppelt war SMF. Nach Maximierung der Leistungseinkopplung in den Wellenleiter durch Translation des SMF wurde der NOA 81-Klebstoff befestigt, indem er 30 s lang UV-Licht (325-nm-Linie eines HeCd-Lasers) ausgesetzt wurde, während der Strahl kontinuierlich um das Tröpfchen bewegt wurde.

Vor dem Aufbringen der Metallschicht wurden die Sondenbaugruppen in einen speziellen Aluminiumblockhalter gelegt, um den unteren Teil der Ferrule abzudecken, wo Licht in die Baugruppe eingekoppelt wird. Dadurch wurde sichergestellt, dass die optische Kopplungsschnittstelle während der Metallisierung maskiert wurde. Dieser Block wurde auf einer rotierenden Platte in einer Sputterkammer (Denton Discovery 18) platziert. Eine dünne (<10 nm) Haftschicht aus Titan (2,5 mTorr, 5 s, 200 W) wurde abgeschieden, gefolgt von einer 300 nm dicken Schicht aus Iridiumoxid (IrOx) (12 mTorr, 15 min, 100 W, 5 sccm O2). Durchfluss) oder 500 nm Platin (Pt) (2,5 mTorr, 20 min, 200 W). Iridiumoxid wurde aufgrund seiner etwa dreifach höheren Ladungsinjektionskapazität im Vergleich zu herkömmlichen Platinschichten und seiner porösen Beschaffenheit ausgewählt, die die elektrochemische Oberfläche der Metallschicht vergrößert32.

Zusammen ergaben diese Verfahren Ferrulenbaugruppen für die wiederholbare Montage an einem In-vivo-Bildgebungs- und Optogenetik-Aufbau (Abb. 2). Alternative Schnittstellendesigns (z. B. für Sondenarrays) sind in Abb. S16 dargestellt.

Um die elektrische Impedanz der Sonden weiter zu senken, wurde eine Schicht aus Poly(3,4-ethylendioxythiophen)-polystyrolsulfonat (PEDOT:PSS) auf dem IrOx abgeschieden. Die Sonden wurden (ca. 100 µm der Sondenspitze) in eine 0,01 M Lösung von EDOT (97 %, Millipore-Sigma) mit 2,5 mg/ml Poly(natriumstyrolsulfonat) (PSS; Millipore-Sigma) eingetaucht. Die elektrochemische Abscheidung wurde unter Verwendung einer Gegenelektrode aus Platindraht und einer Ag/AgCl-Referenzelektrode (CHI 111 P, CH Instruments) durchgeführt, die an einen elektrochemischen Potentiostat (VersaSTAT4) angeschlossen war, der im galvanostatischen Modus arbeitete und auf einen Strom von 200 nA für 5 eingestellt war –30 s. Dies ergab eine 362 ± 137 nm dicke Polymerschicht (Abb. 1e und Abb. S2). Die mit PEDOT-IrOx (oder PEDOT-Pt) beschichteten Mikrofasern wurden dann mit 1,5–2 µm Parylene-C mittels chemischer Gasphasenabscheidung (SCS Labcoater Deposition System; Specialty Coating Systems) passiviert.

Ein fokussierter Ionenstrahl (FEI Scios Dual-beam), eingestellt auf 5 nA bei 30 kV, wurde verwendet, um das Ende der Sonde abzuspalten und die elektrischen und optischen Kanäle freizulegen, wodurch ein endgültiger Sondendurchmesser von 8–12 µm für die Mikrofaserkerne sichtbar wurde . Die elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) wurde mit dem Versastat4 (mit VersaStudio v.2.60.6) durchgeführt, um die Sondenimpedanz in einer 1x phosphatgepufferten Kochsalzlösung (PBS) unter Verwendung derselben oben beschriebenen Referenz- und Gegenelektroden zu bestimmen. Die optische Kopplungseffizienz wurde durch Messung der Lichtleistung eines Glasfaser-Patchkabels (Thorlabs, P1405B-FC-5) unter Verwendung von drei austauschbaren Lichtquellen (473, 543 und 673 nm) bestimmt, die austauschbar in das Kabel eingekoppelt waren. Die Lichtleistung wurde gemessen, indem die Ferrule 5–10 mm vom Detektorkopf eines digitalen Leistungsmessers (Thorlabs, PM100D) entfernt platziert wurde. Dann wurde eine keramische Ferrulenhülse (Thorlabs, ADAL1) zur Hälfte auf das Patchkabel geschoben, und verschiedene EO-Flex-Sonden wurden in das gegenüberliegende Ende geschoben, um Licht einzukoppeln. Die Lichtleistung von der Spitze der EO-Flex-Sonden wurde mit einem ähnlichen Protokoll wie beim Patchkabel gemessen.

Alle Verfahren an lebenden Tieren wurden gemäß den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) am Salk Institute unter der Protokollnummer 13-00022 genehmigt. Für kombinierte optogenetische und elektrophysiologische Experimente verwendeten wir männliche Thy1-ChR2-YFP-Mäuse (Bestandsnummer 007612; Jackson Laboratories; Alter: 10 Monate); Für kombinierte Calcium-Bildgebungs-, Optogenetik- und elektrophysiologische Experimente verwendeten wir männliche Vglut2-GCaMP6f-Mäuse, denen AAV2-CaMKII-C1V1-mCherry injiziert worden war (eine maßgeschneiderte Kreuzung zwischen Vglut2-Cre-Knock-in- und Ai95D-Mäusen; Lagernr. 028863 bzw. 024105). ; Jackson Laboratories; Alter: 3 Monate); Für die Immunantwort und alle anderen Studien verwendeten wir heterozygote männliche Cx3cr1-GFP-Mäuse (Bestandsnummer 005582; Jackson Laboratories; Alter: 9 Wochen).

Die chirurgischen Eingriffe folgten eng den zuvor festgelegten Protokollen33,34. Kurz gesagt, dünnwandige Glaspipetten wurden auf einem Mikropipettenzieher von Sutter Flaming/Brown (Modell P-97) gezogen. Pipettenspitzen wurden unter 10-facher Vergrößerung unter Verwendung steriler Techniken in einem spitzen Winkel geschnitten. Der Spitzendurchmesser betrug typischerweise 15–20 μm. Pipetten, die weder scharfe Abschrägungen aufwiesen noch einen größeren Spitzendurchmesser hatten, wurden verworfen. Auf jeder gezogenen Nadel wurden Millimetermarkierungen angebracht, um das in das Gehirn injizierte Virusvolumen zu messen.

Die Mäuse wurden mit Isofluran (4 % zur Einleitung; 1–1,5 % zur Erhaltung) anästhesiert und in einem computergestützten stereotaktischen System mit digitaler Koordinatenanzeige und Atlas-Targeting (Angle Two, Leica) positioniert. Die Körpertemperatur wurde mit einem Gleichstrom-Temperaturregler auf 36–37 °C gehalten und es wurde Augensalbe verwendet, um ein Austrocknen der Augen zu verhindern. Eine kleine Menge Enthaarungscreme (Nair) wurde verwendet, um Haare an der vorgesehenen Hautschnittstelle zu entfernen. Die Haut wurde mit einem zweistufigen Peeling aus Betadin und 70 % Ethanol gereinigt und sterilisiert. Es wurde ein Schnitt in der Mittellinie vorgenommen, der direkt hinter den Augen begann und knapp hinter der Lambda-Naht endete. Die Kopfhaut wurde aufgezogen und das Periost mit einem Skalpell und einer Pinzette gereinigt, um die gewünschte Hemisphäre für die Kalibrierung des digitalen Atlas und die Koordinatenmarkierung freizulegen. Nachdem die Referenzpunkte (Bregma und Lambda) mit der Pipettenspitze positioniert und in das Programm eingegeben wurden, wurde das gewünschte Ziel auf dem digitalen Atlas festgelegt. Die Injektionspipette wurde vorsichtig zum Zielort bewegt (Koordinaten: AP −1,5 mm, ML 1,5 mm). Als nächstes wurde die Kraniotomiestelle markiert und ein elektrischer Mikrobohrer mit geriffeltem Bohrer (0,5 mm Spitzendurchmesser) verwendet, um einen Teil des Knochens mit einem Durchmesser von 0,5–1 mm über der Zielinjektionsstelle zu verdünnen. Sobald der Knochen dünn genug war, um sich sanft zu biegen, wurde mit einer sterilen 30-G-Nadel und einer daran befestigten Spritze vorsichtig ein kleines (0,3–0,4 mm) Knochensegment durchtrennt und angehoben.

Zur Injektion wurde ein Tropfen des Virus vorsichtig auf Parafilm (1–2 μl) pipettiert, um die gezogene Injektionsnadel mit dem gewünschten Volumen zu füllen. Sobald ausreichend Volumen vorhanden war, wurde die Injektionsnadel langsam in das Gehirn abgesenkt, bis die Zieltiefe (DV 0,2 mm) erreicht war. Mit einer 30-ml-Spritze, die über einen Schrumpfschlauch verbunden war, wurde manueller Druck ausgeübt, und 0,4 μl des AAV2-CaMKII-C1V1-mCherry-Vektors (6,1E + 12 VP/ml; unverdünnt; UNC Vector Core) wurden langsam über 5–10 injiziert Mindest. Sobald das Virus injiziert war, wurde das Druckventil der Spritze verschlossen. Die Position wurde etwa 10 Minuten lang beibehalten, um die Ausbreitung des Virus zu ermöglichen und einen Rückfluss beim Zurückziehen der Nadel zu vermeiden. Nach der Injektion wurde die Haut entlang des Einschnitts vernäht. Den Mäusen wurde subkutan Buprenex SR (0,5 mg pro kg) verabreicht und man ließ sie sich erholen, bevor sie in ihren Heimkäfig gesetzt wurden. Vor der In-vivo-Aufzeichnung konnte der Vektor 4–5 Wochen lang exprimiert werden.

Die chirurgischen Eingriffe folgten genau den etablierten Protokollen23,35. Kurz gesagt, Mäuse wurden mit Isofluran (4–5 % zur Einleitung; 1–1,5 % zur Erhaltung) anästhesiert und mit einer Kopfplatte auf einem maßgeschneiderten Operationsbett (Thorlabs) implantiert. Die Körpertemperatur wurde mit einem DC-Temperaturkontrollsystem auf 36–37 °C gehalten und es wurde Augensalbe verwendet, um ein Austrocknen der Augen zu verhindern. Zur Haarentfernung an der vorgesehenen Hautschnittstelle wurde Enthaarungscreme (Nair) verwendet. Die Haut wurde gründlich gereinigt und mit einem zweistufigen Peeling aus Betadin und 70 % Ethanol desinfiziert. Ein Teil der Kopfhaut wurde chirurgisch entfernt, um frontale, parietale und interparietale Schädelsegmente freizulegen. Die Kopfhautkanten wurden mit einem gewebeverträglichen Kleber (Vetbond; 3 M) an den Schädelseiten befestigt. Eine individuell gefertigte Metallplatte wurde mit Zahnzement (Kat.-Nr. H00335; Coltene Whaledent) am Schädel befestigt, sodass der Kopf mit einem maßgeschneiderten Halter stabilisiert werden konnte. Den Mäusen wurde Buprenex SR (0,5 mg/kg) vor der Entlassung aus der Anästhesie verabreicht und sie konnten sich vor der weiteren Vorbereitung mindestens drei Tage lang erholen.

Für kombinierte bildgebende und elektrophysiologische Aufzeichnungen wurde eine Kraniotomie mit einem Durchmesser von ca. 2 mm × 4 mm über dem Zielbereich (z. B. der Injektionsstelle des AAV-Vektors) durchgeführt. Die über der Kortikalis liegende Dura mater blieb intakt. Die Gewebebewegung wurde kontrolliert, indem das freigelegte Gewebe mit einer 1 %igen Agaroselösung und einem Deckglas abgedeckt wurde. Das Deckglas wurde mit Vetbond (3 M) und Zahnzement am Schädel befestigt. Um den Eintritt der Sonde in den Kortex zu ermöglichen, wurden die Agarose und das Deckglas auf einer Seite so abgeschnitten, dass sie bündig mit der Kraniotomie abschließen. Die Aufnahmen begannen unmittelbar nach der optischen Fenstervorbereitung. Die Narkosetiefe wurde während des gesamten Experiments überwacht und nach Bedarf angepasst, um eine Atemfrequenz von etwa 55–65 Atemzügen pro Minute aufrechtzuerhalten. Bei Bedarf wurde Kochsalzlösung ergänzt, um den Flüssigkeitsverlust auszugleichen.

Für elektrooptische Messungen im Wachzustand wurden Mäuse zunächst an die Kopfstütze auf einem sphärischen Laufband gewöhnt (typischerweise drei Sitzungen, 30–90 Minuten/Sitzung, eine Sitzung/Tag an drei aufeinanderfolgenden Tagen). Nach der Gewöhnung wurde unter Vollnarkose eine Kraniotomie mit einem Durchmesser von ~0,3–0,5 mm über dem Zielbereich (Fasskortex; Koordinaten: AP −1,0 mm, ML 3,0 mm) durchgeführt. Anschließend wurden die Mäuse auf das kugelförmige Laufband übertragen und konnten sich je nach Dauer der Narkose mindestens 30–60 Minuten lang von der Narkose erholen. Nach den elektrooptischen Messungen wurde die Sonde in ihrer Position fixiert, indem zunächst die Grenzfläche zwischen Sonde und Gewebe mit 1 %iger Agaroselösung bedeckt wurde und dann Vetbond (3 M) und Zahnzement aufgetragen wurden, wodurch die Ferrule am Schädel befestigt wurde. Den Mäusen wurde erlaubt, sich in ihrem Heimkäfig zu erholen, bevor an verschiedenen Tagen weitere Aufnahmen gemacht wurden.

Um die elektrophysiologischen Eigenschaften der EO-Flex-Sonden in vivo zu charakterisieren, führten wir ähnlich wie in unserer vorherigen Arbeit23,24 extrazelluläre Einzel- und Mehreinheitenaufzeichnungen im Kortex von mit Isofluran betäubten und wachen Mäusen durch. Der elektrische Kanal der EO-Flex-Sonden wurde über einen benutzerdefinierten Adapter mit dem Pluspol einer Kopfstufe mit hoher Impedanz (Mikroelektroden-Wechselstromverstärker Modell 1800, AM Systems) verbunden, während der Minuspol und die Erde mit einem eingeführten Ag/AgCl-Draht verbunden waren oberhalb der Kleinhirnrinde. Der Adapter bestand aus einem Keramikblock mit eingebettetem Patchkabelende und abnehmbarem Kupferclip, der an einen einadrigen Kopfstufendraht angelötet war. EO-Flex-Sonden wurden mit diesem Adapter verbunden, indem eine Aderendhülse auf das Ende des Patchkabels geschoben wurde, die Sonde in diese Baugruppe geschoben wurde und dann die Kupferklemme abgesenkt wurde, um die Metallschicht auf der EO-Flex-Aderendhülse zu berühren.

Um eine gezielte Gewebeeinführung und eine präzise Positionierung der Sonde zu ermöglichen, wurde der Adapter an einem motorisierten Mikromanipulator (MP-225, Sutter Instrument Company) montiert, der in einem definierten Winkel zum Schädel ausgerichtet war (z. B. ~60 Grad für kombinierte Bildgebung und Elektrophysiologie). und ~0 Grad für Messungen ohne Bildgebung). Nachdem die Spitze der EO-Flex-Sonde nahe dem Rand der Kraniotomie positioniert wurde, wurden einige Tropfen physiologischer Kochsalzlösung auf die Schädelöffnung pipettiert, um das mechanische Einführen durch die Gewebeschnittstelle zu erleichtern (Abb. 2a).

Die präzise Positionierung wurde dadurch unterstützt, dass der Ausgang des Differenzverstärkers über einen Lautsprecher geleitet wurde, der als akustisches Feedback für die Nähe der Sonde zu aktiven Zellen diente. Das rohe Elektrodensignal wurde verstärkt, gefiltert (unterer Grenzwert, 300 Hz; hoher Grenzwert, 5 kHz; Verstärkung, 1000-fach), digitalisiert (20 kHz; mit DAQExpress 2.0) und zur Offline-Analyse auf Festplatte gespeichert . Die Positionierung der Sondenspitze in der Nähe neuronaler Zellkörper wurde durch visuelles Feedback in Experimenten mit Bildgebung an transgenen Mäusen, die Fluoreszenzindikatoren exprimieren, weiter unterstützt.

Die elektrische Stimulation (Abb. S5) umfasste die durch eine EO-Flex-Sonde vermittelte Stromimpulsabgabe (0 bis 300 µA Amplitude, 100 Hz Stimulationsfrequenz, 0,2 ms Impulsbreite, 1 Hz Stimulationsperiode) mit einem isolierten Impulsstimulator (Modell 2100; AM Systems). ) mit einem Funktionsgenerator verbunden.

Der Barrel-Cortex in einer bestimmten Hemisphäre empfängt sensorische Eingaben von Schnurrhaaren, die sich auf der gegenüberliegenden Körperseite befinden. Um Whiskers kontralateral zum Aufnahmeort der Sonde abzulenken, gaben wir Luftstöße mit einer Mikropipette ab, die über einen Kunststoffschlauch mit einem funktionsgeneratorgesteuerten Drucksystem (Picospritzer III; Parker Hannifin Co.) verbunden war. Der Funktionsgenerator betätigte außerdem eine Infrarot-LED, die außerhalb des Sichtfelds des Tieres, aber innerhalb des Sichtfelds der Videokamera positioniert war, um die analogen und Videodaten zu synchronisieren. Die Mikropipette war mit einem motorisierten Mikromanipulator (MP-225, Sutter Instrument Company) verbunden, der eine präzise Kontrolle über die stimulierten Whiskers ermöglichte. Der Luftdruck wurde von der Haut und dem Auge weg gerichtet und in rostra-kaudaler Richtung abgegeben. Luftstoßreize bestanden aus 2 Sekunden „Ein“, gefolgt von 2 Sekunden „Aus“, mit unterschiedlichen Pulsfrequenzen (2–5 Hz) und Breiten (20–100 ms).

Die In-vivo-Bildgebung wurde durchgeführt23,33 unter Verwendung eines Mikroskops mit beweglichem Objektiv (Sutter Instrument Company), das mit einem gepulsten Femtosekunden-Ti:Saphir-Laser (Chameleon Ultra II, Coherent) und zwei Fluoreszenzdetektionskanälen (Emissionsfilter: ET525/70 M und ET605/ 70 M (Chroma); dichroitischer Strahlteiler: 565DCXR (Chroma); Photomultiplierröhren: H7422-40 GaAsP (Hamamatsu)) und MPScope-Bilderfassungssoftware (Kleinfeld lab, UCSD). Die Laseranregungswellenlänge wurde auf 920 nm eingestellt. Die durchschnittliche Laserleistung betrug <10–15 mW an der Gewebeoberfläche und wurde mit der Tiefe angepasst, um Signalverluste aufgrund von Streuung und Absorption auszugleichen. Für die Lichtabgabe und -sammlung wurde ein Wasserimmersionsobjektiv mit 16 × 0,8 NA (CFI75, Nikon) oder 40 × 0,8 NA (LUMPLFLN, Olympus) verwendet. Spontane und optisch hervorgerufene Kalziumaktivität wurde in optischen Ebenen nahe der Sondenspitze aufgezeichnet (Bildfrequenz 8,14 Hz). Um die durch den Becquerel-Effekt verursachten Artefakte in elektrischen Aufzeichnungen zu minimieren, wurde die Leistung des bildgebenden Lasers auf ein Minimum beschränkt. Um optisch hervorgerufene Kalziumtransienten in optogenetischen Experimenten aufzuzeichnen, synchronisierten wir die Bildfrequenz mit der Abgabe des optischen Impulszugs und passten die Phase so an, dass Regionen vor der Sondenspitze gescannt wurden, wenn der DPSS-Laser ausgeschaltet war (Abb. S12).

Um ChR2 bzw. C1V1 anzuregen, wurde das Licht eines 200-mW-473- oder 556-nm-DPSS-Lasers (CNI), direkt moduliert durch ein externes Funktionsgeneratorsignal, in die Sonde eingekoppelt. Die Lichteinkopplung in die Sonde wurde erreicht, indem das polierte Ende der Ferrule in eine Keramikhülse geschoben und dann auf das Ende eines maßgeschneiderten Glasfaser-Patchkabels geschoben wurde. Jeder Stimulationsversuch dauerte etwa 60 s, wobei die ersten 5–10 s für die Aufzeichnung der spontanen Aktivität vorgesehen waren, bevor die optische Impulsfolge abgegeben wurde (Stimulationsleistung 6–208 µW; Impulsbreite 0,6–9,8 ms; Stimulationsfrequenz 10–50). Hz; Dauer, 1 s; Inter-Stimulus-Intervall, 1 s zwischen Impulsfolgen).

Heterozygote Cx3cr1-GFP-Mäuse (männlich, 9 Wochen alt) mit markierten Mikroglia wurden mit einer EO-Flex-Sonde und einer Multimode-Faser mit 250 μm Durchmesser implantiert, die für die optogenetische Tiefenhirnstimulation auf gegenüberliegenden Hemisphären (± 1,45 mm von der Mittellinie) geeignet ist. Zur Implantation wurde ein elektrischer Mikrobohrer mit geriffeltem Bohrer (0,5 mm Spitzendurchmesser) verwendet, um einen Teil des Knochens mit einem Durchmesser von 0,5–1 mm zu verdünnen. Sobald der Knochen dünn genug war, um sich sanft zu biegen, wurde mit einer sterilen 30-G-Nadel und einer daran befestigten Spritze vorsichtig ein kleines (0,3–0,4 mm) Knochensegment durchtrennt und angehoben. Die Sonde oder Multimode-Faser wurde unter visueller Kontrolle unter Verwendung eines computergestützten stereotaktischen Systems (Angle Two, Leica) bis zu einer Tiefe von etwa 1 mm durch diese Öffnung vorgeschoben. Zur Befestigung der Geräte wurde Zahnzement verwendet. Die feste Verbindung des Zahnzements mit dem Schädel wurde durch das Aufrauen mit einem Knochenschaber (Fine Science Tools) erleichtert. Um chirurgische Eingriffe von sondenbedingten Gewebereaktionen zu unterscheiden, führten wir zusätzliche Kraniotomien 0,7 mm seitlich von den Implantationsstellen des Geräts durch (Abb. S14, S15). Um die Entzündungsreaktionen des Gewebes zu beurteilen, wurden Mäuse 6 oder 30 Tage nach der Implantation des Geräts durch CO2-Erstickung gemäß den IACUC-Richtlinien getötet. Die transkardiale Perfusion wurde mit 10 % Saccharose in PBS durchgeführt, gefolgt von frisch zubereitetem 4 % PFA in PBS. Beide Hemisphären wurden über Nacht in 4 % PFA in PBS nachfixiert und anschließend einen Tag lang in 30 % Saccharose in PBS infiltriert und in einem TBS-Gewebegefriermedium schockgefroren. Die implantierten Hemisphären wurden koronal bei 20 μm kryogeschnitten, über Nacht an der Luft getrocknet und anschließend zur Färbung verarbeitet. Die Schnitte wurden über Nacht bei 4 °C mit in Blockierungspuffer verdünnten Primärantikörpern inkubiert, dann in PBS 0,1 % Tween-20 gewaschen und zwei Stunden lang bei 22–24 °C im Dunkeln mit Fluorophor-gekoppelten Sekundärantikörpern inkubiert. Die Schnitte wurden gewaschen, mit Prolong Gold Antifade Mountant (Thermo Fisher Scientific) versiegelt und bei 4 °C gelagert. Zu den Primärantikörpern gehörten Anti-GFAP (monoklonale Maus; EMD Millipore; Kat.-Nr. MAB3402; RRID: AB_94844; 1:250-Verdünnung) und Anti-NeuN (polyklonales Kaninchen; EMD Millipore; Kat.-Nr. ABN78; RRID: AB_10807945; 1:100). Verdünnung). Zu den Sekundärantikörpern (1:100) gehörten Alexa Fluor 405 Ziegen-Anti-Kaninchen (Thermo Fisher Scientific; Kat.-Nr. A-31556; RRID: AB_221605) und Alexa Fluor 633 Ziegen-Anti-Maus (Thermo Fisher Scientific; Kat.-Nr. A-21052). ; RRID: AB_2535719). Die konfokale Bildgebung gefärbter Gewebeschnitte wurde auf einem Zeiss LSM 710 (Software: ZEN Black, Zeiss v2011) durchgeführt. Dreikanalige gekachelte Z-Stapel wurden aufgenommen, um Bilder von gesamten Gewebeschnitten zu erstellen (Abb. 5 und Abb. S14, S15). Die Bildgröße betrug 1024 × 1024 Pixel, zusammengesetzt in 3–5 × 3–5 Kacheln. Die Bilder wurden mit einem luftangepassten Olympus 20 × 0,8 NA-Objektiv aufgenommen.

Die neuronale Aktivität wurde als Spitze betrachtet, wenn ihre Amplitude einen durch \({{{{{\rm{Threshold}}}}}}=4* {{{{{\rm{Median}}}}}}\ left(\frac{{{{{{\rm{|Recording|}}}}}}}{0.675}\right)\) 36. Alle beobachteten Spikes wurden dann gemäß den ersten beiden Hauptkomponenten mithilfe von a in Cluster sortiert gemischte Gauß-Anpassung mit der Anzahl der Cluster, optimiert gemäß der Calinksi-Harabasz-Metrik für die Clusteranalyse37, berechnet in MATLAB (R2019b). Die durchschnittlichen Feuerraten wurden mit dem Bayesian Adaptive Kernel Smoother (BAKS) (v2017; https://github.com/nurahmadi/BAKS) berechnet. Monte-Carlo-Simulationen wurden verwendet, um das Ausbreitungs- und Beleuchtungsvolumen der EO-Flex-Sonde bei verschiedenen Leistungen zu bestimmen (Abb. S6b).

Optogenetische Heizprofile wurden mit früheren Modellen29 unter Verwendung der Pennes-Biowärmegleichung erstellt. Die Simulationsparameter galten für einen optischen Radius der EO-Flex-Sonde von 1,8 µm, eine Wellenlänge von 470 nm, eine Leistung von 1 mW oder 208 µW und einen Zylinderradius von 10 µm für die Temperaturmittelung in den zeitbasierten Simulationen (Abb. S7). ).

Peristimulusdiagramme, die optische Reize mit Spike-Ereignissen korrelieren, wurden mithilfe der Kernel-Bandbreitenoptimierung berechnet, die nachweislich die zugrunde liegende Spike-Rate genau abschätzt (Abb. 4b)25.

Die Analyse der Zwei-Photonen-Kalziumbildgebungsdaten wurde mit Suite2p (Abb. S12)38 durchgeführt. In optischen Ebenen nahe der Sondenspitze wurde eine optisch hervorgerufene Kalziumspitze beobachtet. Unsere Analyse konzentrierte sich auf die optischen Ebenen, in denen mindestens drei interessierende Regionen (ROIs) in Zellgröße während des gesamten Stimulationszeitraums konsistent reagierten.

Immunfärbungsdaten wurden mit der Software ImageJ (v1.53f51), Imaris (v9.2; Oxford Instruments) und Prism (v8.4.3; GraphPad Prism) verarbeitet, analysiert und aufgezeichnet. Alle Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichung dargestellt. Die Stichprobengrößen der Gruppen wurden auf der Grundlage früherer Studien und Leistungsanalysen ausgewählt. Zweiseitige gepaarte t-Tests ermittelten die P-Werte. Zur Angabe von P-Werten wurde die folgende Konvention verwendet: „ns“ bedeutet P > 0,05, „*“ bedeutet 0,01 < P ≤ 0,05, „**“ bedeutet 0,001 < P ≤ 0,01 und „***“ bedeutet 0,0001 < P ≤ 0,001.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Research Reporting Summary.

Quelldaten werden mit diesem Dokument bereitgestellt. Zusätzliche Daten, die die Ergebnisse dieser Studie stützen, sind auf Anfrage bei den entsprechenden Autoren erhältlich. Quelldaten werden mit diesem Dokument bereitgestellt.

Der benutzerdefinierte Code, der zum Verarbeiten der Daten und zum Erstellen der Zahlen verwendet wird, ist auf GitHub (https://github.com/Spencer-W/EO-Flex-Algorithms.git) verfügbar. Auf Anfrage ist es auch bei den entsprechenden Autoren erhältlich.

Maynard, EM, Nordhausen, CT & Normann, RA Das intrakortikale Elektrodenarray von Utah: eine Aufzeichnungsstruktur für potenzielle Gehirn-Computer-Schnittstellen. Elektroenzephalologe Klin. Neurophysiol. 102, 228–239 (1997).

Artikel CAS Google Scholar

Vetter, RJ, Williams, JC, Hetke, JF, Nunamaker, EA & Kipke, DR Chronische neuronale Aufzeichnung mithilfe von Siliziumsubstrat-Mikroelektrodenarrays, die in die Großhirnrinde implantiert werden. IEEE Trans. Biomed. Ing. 51, 896–904 (2004).

Artikel Google Scholar

Park, S., Loke, G., Fink, Y. & Anikeeva, P. Flexible faserbasierte Optoelektronik für neuronale Schnittstellen. Chem. Soc. Rev. 48, 1826–1852 (2019).

Artikel CAS Google Scholar

Leach, J., Achyuta, AKH & Murthy, SK Überbrückung der Kluft zwischen neuroprothetischem Design, Tissue Engineering und Neurobiologie. Vorderseite. Neuroeng. 2, 18 (2010).

Jun, JJ et al. Vollständig integrierte Siliziumsonden zur hochdichten Aufzeichnung neuronaler Aktivität. Natur 551, 232–236 (2017).

Artikel CAS ADS Google Scholar

Guitchounts, G., Markowitz, JE, Liberti, WA & Gardner, TJ Ein Kohlenstofffaser-Elektrodenarray für die langfristige neuronale Aufzeichnung. J. Neural. Ing. 10, 046016 (2013).

Artikel ADS Google Scholar

Steinmetz, NA et al. Neuropixels 2.0: eine miniaturisierte Sonde mit hoher Dichte für stabile, langfristige Gehirnaufzeichnungen. Wissenschaft 372, eabf4588 (2021).

Frank, JA, Antonini, M.-J. & Anikeeva, P. Schnittstellen der nächsten Generation zur Untersuchung neuronaler Funktionen. Nat. Biotechnologie. 37, 1013–1023 (2019).

Artikel CAS Google Scholar

Boyden, ES, Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G. & Deisseroth, K. Genetisch gezielte optische Kontrolle neuronaler Aktivität im Millisekundenbereich. Nat. Neurosci. 8, 1263–1268 (2005).

Artikel CAS Google Scholar

Foutz, TJ, Arlow, RL & McIntyre, CC Theoretische Prinzipien, die der optischen Stimulation eines Channelrhodopsin-2-positiven Pyramidenneurons zugrunde liegen. J. Neurophysiol. 107, 3235–3245 (2012).

Artikel CAS Google Scholar

Wilt, BA et al. Fortschritte in der Lichtmikroskopie für die Neurowissenschaften. Annu. Rev. Neurosci. 32, 435–506 (2009).

Artikel CAS Google Scholar

Hamel, EJO, Grewe, BF, Parker, JG & Schnitzer, MJ Bildgebung des Gehirns auf zellulärer Ebene bei sich verhaltenden Säugetieren: ein technischer Ansatz. Neuron 86, 140–159 (2015).

Artikel CAS Google Scholar

Wang, J. et al. Integriertes Gerät zur kombinierten optischen Neuromodulation und elektrischen Aufzeichnung für chronische In-vivo-Anwendungen. J. Neural. Ing. 9, 016001 (2012).

Artikel ADS Google Scholar

Anikeeva, P. et al. Optetrode: eine Mehrkanalanzeige zur optogenetischen Kontrolle bei sich frei bewegenden Mäusen. Nat. Neurosci. 15, 163–170 (2012).

Artikel CAS Google Scholar

Park, S. et al. Optogenetik in einem Schritt mit multifunktionalen flexiblen Polymerfasern. Nat. Neurosci. 20, 612–619 (2017).

Artikel CAS Google Scholar

Ozden, I. et al. Eine koaxiale Optrode als multifunktionale Schreib-Lese-Sonde für optogenetische Studien an nichtmenschlichen Primaten. J. Neurosci. Methoden 219, 142–154 (2013).

Artikel Google Scholar

Kim, K. et al. Artefaktfreie und zeitlich hochaufgelöste In-vivo-Optoelektrophysiologie mit microLED-Optoelektroden. Nat. Komm. 11, 2063 (2020).

Artikel CAS ADS Google Scholar

Barrese, JC et al. Fehlermodusanalyse von Silizium-basierten intrakortikalen Mikroelektrodenarrays bei nichtmenschlichen Primaten. J. Neural. Ing. 10, 066014 (2013).

Artikel ADS Google Scholar

Rivnay, J., Wang, H., Fenno, L., Deisseroth, K. & Malliaras, GG Sonden, Partikel und Proteine der nächsten Generation für neuronale Schnittstellen. Wissenschaft. Adv. 3, e1601649 (2017).

Artikel ADS Google Scholar

Chen, R., Canales, A. & Anikeeva, P. Neuronale Aufzeichnungs- und Modulationstechnologien. Nat. Rev. Mater. 2, 16093 (2017).

Artikel CAS ADS Google Scholar

Polikov, VS, Tresco, PA & Reichert, WM Reaktion von Hirngewebe auf chronisch implantierte Nervenelektroden. J. Neurosci. Methoden 148, 1–18 (2005).

Artikel Google Scholar

Wilks, S. Poly(3,4-ethylendioxythiophen) (PEDOT) als mikroneuronales Schnittstellenmaterial für die Elektrostimulation. Vorderseite. Neuroeng. 2, 7 (2009).

Mukamel, EA, Nimmerjahn, A. & Schnitzer, MJ Automatisierte Analyse zellulärer Signale aus groß angelegten Calcium-Bildgebungsdaten. Neuron 63, 747–760 (2009).

Artikel CAS Google Scholar

Dittgen, T. et al. Lentivirus-basierte genetische Manipulation kortikaler Neuronen und deren optische und elektrophysiologische Überwachung in vivo. Proz. Natl Acad. Wissenschaft. USA 101, 18206–18211 (2004).

Artikel CAS ADS Google Scholar

Ahmadi, N., Constandinou, TG & Bouganis, C.-S. Schätzung der neuronalen Feuerrate mithilfe des Bayesian Adaptive Kernel Smoother (BAKS). PLoS ONE 13, e0206794 (2018).

Artikel Google Scholar

Grosenick, L., Marshel, JH & Deisseroth, K. Geschlossene und aktivitätsgesteuerte optogenetische Kontrolle. Neuron 86, 106–139 (2015).

Artikel CAS Google Scholar

Aravanis, AM et al. Eine optische neuronale Schnittstelle: In-vivo-Kontrolle des motorischen Kortex von Nagetieren mit integrierter faseroptischer und optogenetischer Technologie. J. Neural. Ing. 4, S143–S156 (2007).

Artikel Google Scholar

Owen, SF, Liu, MH & Kreitzer, AC Thermische Einschränkungen bei optogenetischen In-vivo-Manipulationen. Nat. Neurosci. 22, 1061–1065 (2019).

Artikel CAS Google Scholar

Stujenske, JM, Spellman, T. & Gordon, JA Modellierung der raumzeitlichen Dynamik der Licht- und Wärmeausbreitung für die In-vivo-Optogenetik. Cell Rep. 12, 525–534 (2015).

Artikel CAS Google Scholar

Postolache, TT et al. Entzündung bei traumatischer Hirnverletzung. JAD 74, 1–28 (2020).

Artikel Google Scholar

Xiang, Z. et al. Ultradünne, flexible Polyimid-Neuralsonde, eingebettet in eine auflösbare, mit Maltose beschichtete Mikronadel. J. Mikromech. Mikroeng. 24, 065015 (2014).

Artikel CAS ADS Google Scholar

Cogan, SF Neurostimulations- und Aufzeichnungselektroden. Annu. Rev. Biomed. Ing. 10, 275–309 (2008).

Artikel CAS Google Scholar

Tufail, Y. et al. Die Exposition gegenüber Phosphatidylserin kontrolliert virale angeborene Immunantworten durch Mikroglia. Neuron 93, 574–586.e8 (2017).

Artikel CAS Google Scholar

Sekiguchi, KJ et al. Abbildung der großflächigen Zellaktivität im Rückenmark von sich frei bewegenden Mäusen. Nat. Komm. 7, 11450 (2016).

Artikel ADS Google Scholar

Nimmerjahn, A., Mukamel, EA & Schnitzer, MJ Motorisches Verhalten aktiviert Bergmann-Glia-Netzwerke. Neuron 62, 400–412 (2009).

Artikel CAS Google Scholar

Quiroga, RQ, Nadasdy, Z. & Ben-Shaul, Y. Unbeaufsichtigte Spike-Erkennung und -Sortierung mit Wavelets und superparamagnetischem Clustering. Neuronal. Berechnen. 16, 1661–1687 (2004).

Artikel Google Scholar

Calinski, T. & Harabasz, J. Eine Dendritenmethode für die Clusteranalyse. Komm. Statistiken. Theory Methods 3, 1–27 (1974).

Artikel MathSciNet Google Scholar

Pachitariu, M. et al. Suite2p: über 10.000 Neuronen mit Standard-Zwei-Photonen-Mikroskopie. Vorabdruck bei bioRxiv https://doi.org/10.1101/061507 (2017).

Referenzen herunterladen

Wir möchten uns bei Dr. bedanken. Anis Husain und Rob Saperstein (Ziva Corporation) für technische Diskussionen und elektromagnetische Simulationen früher EO-Flex-Prototypen und -Designs. Wir möchten außerdem Pavel Shekhtmeyster (Salk Institute) für die technische Unterstützung bei den optogenetischen Experimenten sowie Ben Temple und Elischa Sanders (Salk Institute) für die Beratung bei der elektrophysiologischen Datenanalyse danken. Darüber hinaus möchten wir Samir Damle (UCSD) für seine Diskussion und Hilfe zu Reinraumprozessen danken. Diese Arbeit wurde vom Biological Technologies Office (BTO) Electrical Prescriptions (ElectRx)-Programm der Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA) unter der Schirmherrschaft von Dr. Douglas Weber durch den DARPA Contracts Management Office Grant/Contract No. HR0011-16-2 gesponsert -0027 (an DJS, SE und AN). Dieses Projekt wurde auch vom UCSD Kavli Institute for Brain and Mind (Grant No. 2018-1492 an DJS und AN) und den US National Institutes of Health (R01 NS108034, U19 NS112959 und U01 NS103522 an AN und P30CA014195 an) unterstützt das Salk-Institut). Diese Arbeit wurde teilweise an der San Diego Nanotechnology Infrastructure (SDNI) der UCSD durchgeführt, einem Mitglied der National Nanotechnology Coordinated Infrastructure, die von der National Science Foundation unterstützt wird (Grant ECCS-1542148 an UC San Diego).

Fakultät für Elektrotechnik und Informationstechnik, University of California, San Diego, La Jolla, CA, 92093, USA

Spencer Ward und Sadik Esener

Abteilung für Nanoengineering, University of California, San Diego, La Jolla, CA, 92093, USA

Conor Riley, Jenny Nguyen, Sadik Esener und Donald J. Sirbuly

Waitt Advanced Biophotonics Center, Salk Institute for Biological Studies, La Jolla, CA, 92037, USA

Erin M. Carey & Axel Nimmerjahn

Materialwissenschaft und Werkstofftechnik, University of California, San Diego, La Jolla, CA, 92093, USA

Donald J. Sirbuly

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SW, CR, SE, AN und DJS konzipierten die Sonden; SW, CR und JN stellten die Sonden her, charakterisierten und testeten sie; SW, EMC und AN führten die biologischen Experimente durch; SE, AN und DJS stellten die Finanzierung sicher und überwachten die Studie; SW, AN und DJS analysierten die Daten und verfassten den Artikel; Alle Autoren haben das Manuskript überprüft und bearbeitet.

Korrespondenz mit Axel Nimmerjahn oder Donald J. Sirbuly.

Die UC San Diego hat eine Patentanmeldung für diese Arbeit eingereicht (Anmeldung Nr. 63/076,328), bei der SW, CR, SE, AN und DJS Miterfinder sind. Die übrigen Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Nature Communications dankt Guosong Hong und den anderen anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht durch gesetzliche Vorschriften zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Ward, S., Riley, C., Carey, EM et al. Elektrooptische, mechanisch flexible koaxiale Mikrosonden für die minimalinvasive Anbindung an intrinsische neuronale Schaltkreise. Nat Commun 13, 3286 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-30275-x

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Eingegangen: 10. November 2020

Angenommen: 22. April 2022

Veröffentlicht: 07. Juni 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-022-30275-x

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